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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO 
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
FACULDADE DE FARMÁCIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO PRÁTICA II 
 
MÉTODOS PARASITOLÓGICOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PROFESSORA: MARIA CLARA ​CANELLAS DA SILVA 
 
ALUNAS: 
DAYANE PRAXEDES, 
FERNANDA BUGARIN, 
MARCELA AVELLAR 
JOSIANE SILVA. 
 
 
 
 
Novembro de 2018 
Exames Parasitológicos de Fezes 
 
O exame parasitológico de fezes (EPF) é a análise laboratorial a partir de uma amostra 
das fezes, buscando detectar a elementos indicativos de verminoses, bem como determinar o 
seu tipo. Para que seu resultado seja corretamente avaliado é necessário que sejam seguidas 
as recomendações quanto à coleta, armazenamento e transporte das fezes. 
Alguns dos exames parasitológicos mais utilizados são: 
 
Método de Faust ​- Baseia-se na centrífugo-flutuação em solução saturada de sulfato de zinco 
à 33%, de densidade 1,182. A partir de 1 grama de material fecal, desprezar em um tubo, 
sobre funil com gaze e completar volume do tubo com água. Após, centrifugar e ressuspender 
o pellet de material fecal em água, e repetir esse processo 3 vezes. Em seguida, adicionar a 
solução saturada de sulfato de zinco 33% e centrifugar. Após 3 minutos na bancada, observar 
a flutuação e montar uma lâmina. Indicado para visualização de ovos e larvas de helmintos e 
também cistos de protozoários. 
 
Método de Hoffman - Baseia-se na sedimentação espontânea em água, pela ação da 
gravidade. Após homogeneização e diluição do material fecal, desprezar sobre gaze ou tela 
em um cálice, para diminuir os dendritos e, completar o volume do cálice com água. Após 
sedimentação por 1-2 horas, pipetar o fundo do cálice e montar uma lâmina com lugol. 
Indicado para visualização de ovos e larvas de helmintos e cisto e trofozoítas de protozoários. 
 
Método de Willis - Baseia-se na flutuação em solução saturada de cloreto de sódio em água, 
de densidade 1,2. A partir de 1 grama de material fecal, homogeneizar com a solução 
saturada de cloreto de sódio e completar o volume do tubo com a solução. Posicionar uma 
lamínula sobre o tubo e após 3 minutos, rapidamente, inverter a lamínula que será usada para 
montar um lâmina. Indicado para ovos de helmintos, principalmente, ancilostomídeos e 
Trichiurus trichiura​. 
 
Método de Kato Katz - Baseia-se no esfregaço, em lâmina, para contagem de ovos com 
solução aquosa glicerinada de verde de malaquita. A partir de 1 grama de amostra fecal, 
comprimir com tela de nylon ou PVC e transferir as fezes que passarem pela malha para um 
cartão com um orifício de tamanho determinado. Após, cobrir o material com lamínula com 
verde de malaquita e esperar secar para em seguida realizar a contagem de ovos por grama de 
fezes. Indicado para ovos de helmintos, principalmente, ​Schistosoma​. 
 
Método de Baerman e Moraes - Fundamenta-se no termo hidrotropismo positivos das larvas 
de nematóides, em água quente. Adicionar o material fecal sobre gaze disposta sobre um funil 
com água quente e deixar as fezes submersas. Deixar uma pequena passagem de água do 
funil sobre um vidro de relógio. Após um tempo, as larvas começaram a migrar para o centro 
do vidro de relógio. Pode-se coletar o líquido e centrifugar para examinar o concentrado em 
lâmina. Indicado para visualização de larvas de ancilostomídeos e ​Strongyloides stercoralis​. 
 
Método de Ritchie - Baseia-se na centrífugo-sedimentação em formol-éter. Homogeneizar 1 
grama de fezes e filtrar em gaze sobre funil para centrifugar. Após descartar o líquido, 
adicionar formol e agitar e em seguida fazer o mesmo ao adicionar o éter. Posteriormente, 
centrifugar e pipetar sedimento do fundo do tubo para montar lâmina com lugol. Indicado 
para visualização de cistos de protozoários e evidenciar ovos e larvas de helmintos. 
 
Método da fita gomada (adesiva) - Baseia-se na adesão direta de ovos da região anal na parte 
adesiva da fita. Recomenda-se coletar através da parte adesiva (durex) os ovos que ficam na 
região anal, perianal e perineal. Indicado para visualização de ovos, principalmente 
Enterobius vermicularis​.

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