PARASITOLOGIA CLÍNICA

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PARASITOLOGIA CLÍNICA 
 
COLHEITA DE AMOSTRAS FECAIS 
 
AMOSTRAS FECAIS 
As amostras fecais são examinadas para detectar a presença de protozoários e helmintos. Os 
estágios de diagnóstico encontrados em fezes são os trofozoítos, cistos e oocistos de 
protozoários e ovos e larvas de helmintos. Esta estruturas parasitárias são obsrvadas somente 
ao exame microscópico. Macroscopicamente podem ser visualizados vermes adultos e 
proglotes de Taenia spp. 
O número de evacuações intestinais varia consideravelmente entre os indivíduos, sendo que 
se considera dentro da faixa normal uma evacuação a cada 2 a 3 dias e até 3 evacuações 
diárias. Acima dessa frequência, pode ser considerado diarréia e abaixo, constipação intestinal. 
As fezes variam quanto a sua consistência, podendo ser formadas ou sólidas, moles ou 
pastosas, diarréicas e líquidas. A presença de protozoários está relacionada com a consistência 
das fezes, sendo importante considerar esse item quando as amostras fecais são recebidas no 
laboratório (Tabela 1). Os ovos e larvas de helmintos podem, geralmente, ser diagnosticadas 
em todos os tipos de fezes (Tabela 1), com exceção de amostras fecais líquidas (se encontram 
em pequeno número). Os oocistos e coccídios intestinais podem ser observados em todos os 
tipos de fezes, com maior número nas amostras diarréicas líquidas. 
 
Tabela 1. Tipos e fezes e formas parasitárias encontradas. 
Consistência das fezes Protozoário Helmintos 
Formadas Cistos e oocistos Ovos e larvas 
Pastosas Cistos, oocistos 
(ocasionalmente trofozoítos) 
Ovos e larvas 
Diarréicas Trofozoítos e oocistos Ovos e larvas 
Líquidas Trofozoítos e oocistos Ovos e larvas 
 
PROCEDIMENTOS DE COLHEITA, CONSERVAÇÃO E TRANSPORTE DE AMOSTRAS FECAIS 
 A identificação correta do parasito depende de critérios morfológicos, os quais estão sujeitos 
aos procedimentos adequados para a colheita e preservação das amostras fecais. Assim, há 
necessidade de instruir o paciente, pois sem explicações adequadas, é possível que ocorra 
erros na colheita, tais como contaminação com urina, frascos inadequados (quando não 
fornecidos no laboratório) e quantidade inadequada de fezes. Um resultado de diagnóstico 
microscópico confiável deixa de existir se as fezes não forem colhidas adequadamente. 
 Colheita – Recipiente – Quantidade de amostra 
- Recolher as fezes diretamente em urinol ou em papel limpo e transferi-las 
imediatamente para o recipiente. As fezes não devem estar contaminadas com urina, 
água, terra e gotas de óleo para evitar a destruição de trofozoítos. 
 - As fezes excretadas no solo não devem ser utilizadas, pois larvas de vida livre e 
outros contaminantes poderiam confundir o diagnóstico. 
 - Utilizar para transporte frascos de plástico ou vidro, de boca larga e com tampa de 
rosca, limpo e seco. 
 - Recolher cerca de 20 g a 30 g de fezes recentemente emitidas. 
 - Se a amostra for muito pequena, ou se esta estiver misturada com urina ou sujeira 
não deverá ser aceita. Pedir nova amostra. 
 
 Deterioração x Tempo de colheita da amostra 
- O tempo de colheita das amostras fecais influi diretamente na identificação dos 
parasitas. A deteriorização das amostras se processa quando deixadas por muitas 
horas à temperatura ambiente., especialmente se a temperatura for alta. 
 - O ideal é que as fezes sejam coletadas pela manhã, ou seja, fezes frescas que 
deverão ser transportadas imediatamente ao laboratório. As amostras frescas são 
preferíveis para o exame e identificação de trofozoítos e de larvas de Strongyloides 
stercoralis . Não sendo possível observar essa orientação, as fezes deverão ser 
preservadas em conservante. 
 - No caso de protozoários, a degeneração pode resultar numa identificação errônea, 
pois uma mudança pode dificultar a caracterização morfológica dos trofozoítos após 
15 a 30 minutos da evacuação, principalmente de E. histolytica. 
- No caso de helmintos, ovos são menos afetados pelo tempo e temperatura, 
entretanto podem ocorrer mudanças que afetam a identificação: os ovos podem 
tornar-se embrionados ou desenvolverem estágios multicelulares. Os ovos podem 
eclodir e lberar larvas de ancilostomídeos. As larvas de S. Sercoralis podem degenerar-
se e dificultar a identificação das mesmas. 
 
 Tempo x terapêutica utilizada 
- O paciente não deve utilizar alguns medicamentos ou produtos químicos por um 
período de 7 a 10 dias antes da colheita das fezes. Entre estes, citam-se os 
antidiarréicos, os laxantes, os antiácidos, os antibióticos, vaselina e óleos minerais. 
 
 Rotulagem 
- O recipiente com a amostra deve ser rotulado com o nome do paciente, data e 
horário de colheita. Perguntar ao paciente quando o mesmo coletou as fezes. 
 
 Amostras diarreicas 
- Estas amostras devem ser enviadas imediatamente ao laboratório, no período de 15 
a 30 minutos após a emissão das fezes, para a análise e obsrevação da motilidade de 
trofozoítos. Se isto não for possível, as amostras devem ser tratadas com solução 
conservante. 
 
 Amostra múltiplas 
- O exame de amostras múltiplas é recomendado para detectar todas as infecções 
parasitárias, pois aumenta a possibilidade de encontrar os parasitos. A emissão dos 
estágios de diagnóstico varia com as diferentes espécies de parasitos. 
- Os nematóides como Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e ancilostomídeos 
eliminam ovos com frequência relativamente regular, os quais podem ser detectados 
diariamente nas fezes. Entretanto, para outros parasitas, especialmente os 
protozoários, a emissão dos estágios de diagnóstico é de forma intermitente e com 
intervalos que variam de 7 a 10 dias. Nesses casos recomenta-se a colheita de três 
amostras em 3 dias alternados ou uma série de seis amostras em dias alternados. As 
amostras fecais são coletadas em solução conservadora, homogeneizadas, e após o 
referido período, encaminhadas ao laboratório. 
 
PRINCIPAIS MÉTODOS E TÉCNICAS EMPREGADOS NO DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE 
PARASITOSES INTESTINAIS 
IDENTIFICAÇÃO DOS PARASITAS INTESTINAIS 
Para o diagnóstico laboratorial das parasitoses intestinais, diversos materiais biológicos podem 
ser utilizados, tais como fezes, urina, raspados anais, conteúdo duodenal e biópsia. No 
entanto, em rotina parasitolótica, a maioria das enteroparasitoses é diagnosticada pelo 
exame das fezes. Os estágios usuais de dianóstico são os cistos, trofozoítos, e oocistos de 
protozoários e os ovos e larvas de helmintos. 
AMOSTRAS FECAIS 
O bolo fecal varia quanto a sua consistência, podendo as fezes ser classificadas em formadas 
(fezes normais), pastosas, diarréicas ou líquidas. Os trofozoítos são usualmente diagnosticados 
nas fezes líquidas, nas mucosanguinolentas e também nas fezes pastosas, enquanto que os 
cistos são encontrados mais comumente em fezes formadas e também nas pastosas. Os ovos e 
as laravas de helmintos geralmente podem ser diagnosticados em todos os tipos de fezes, 
sendo que nas amostras fecais, líquidas se sencontram em pequeno número. Os oocistos são 
diagnosticados em todos os tipos de fezes, sendo encontrados em maior quantidade em fezes 
diarréicas. 
EXAME DAS FEZES – MÉTODOS LABORATORIAIS 
 Exame macroscópico das fezes: em material fecal não preservado, o exame 
macroscópico deve sempre anteceder o exame microscópico. Este procedimento serve 
para demonstrar a presença de helmintos adultos e proglotes, além de também 
verificar a consistência, a presença ou ausência de sangue e/ou muco nas fezs, levando 
a escolha do método certo para a pesquisa de parasitos. 
 Tamisação: é utilizado para a pesquisa de proglotes e escólex de Taenia spp. E de 
helmintos adultos. Consiste em emulsionar todo o materialfecal com água, em 
recipiente adequado e, após, coar as fezes em tamis metálico, empregando-se jato de 
água e bastão de vidro. 
 Método direto: 
a) Para a pesquisa de trofozoítos (fezes diarréicas ou liquefeitas, fezes com muco e/ou 
sangue): exame a fresco com solução salina a 37 C. 
b) Para a pesquisa de cistos, ovos e larvas: fezes formadas ou pastosas (utiliza o lugol). 
 Método de Willis (FLUTUAÇÃO ESPONTÂNEA): Fezes formadas e pastosas. 
Fundamento: Baseia-se na flutuação de ovos de helmintos em solução saturada de 
cloreto de sódio em água. Indicado para a pesquisa de ovos leves, ou seja com 
densidade baixa, como os de ancilostomídeos. 
 
 Método de sedimentação espontânea (Método de Lutz ou de Hoffman, Pons e 
Janer): Fezes formadas, pastosas ou diarréicas. 
Fundamento: Baseia-se na sedimentação espontânea em água (ação da gravidade) de 
ovos cistos e larvas, ocorrendo concentração dos mesmos. É um método indicado para 
a pesquisa de ovos pesados, tais como ovos inférteis de Ascaris, S. Mansoni e de 
Taenia spp. 
 
 Método de Faust (CENTRÍFUGO FLUTUAÇÃO): 
Fundamento: Baseia-se em centrífugo flutuação de cistos e oocistos de protozoários, 
ovos leves em solução de sulfato de zinco de densidade 1,18 g/mL. É um processo de 
concentração muito eficiente para diagnóstico de cistos e de protozoários presentes 
em pequena quantidade de fezes. Convém salientar que ovos considerados pesados 
como os de S. Mansoni, Taenia spp e ovos inférteis de Ascaris lumbricoides podem não 
ser evidenciados por esse métodos. 
 
 Método de Ritchie 
Fundamento: Baseia-se em centrífugo sedimentação de cistos, oocistos, ovos e larvas 
em sistema formol-éter. É considerado um método de sedimentação forçada e técnica 
de concentração muito eficiente para recuperar e identificar cistos e oocistos 
presentes em pequena quantidade nas fezes. 
 
 Método de Baermann – Moraes 
Fundamento: Baseia-se no termo-hidrotropismo positivo das larvas de nematóides, 
em temperatura de 42 C a 45 C, associado à ação da gravidade. Esse método é muito 
eficiente para o diagnóstico de larvas de S. Stercoralis, de ancilostomídeos e de larvas 
de outros helmintos. 
 
 Método de Rugai, Mattos e Brisola 
Fundamento: Baseia-se no termo-hidrotropismo positivo das larvas de nematódeos, 
em temperatura de 42 C a 45 C. Método indicado para a pesquisa de larvas S. 
Stercoralis, de ancilostomídeos e de larvas de outros helmintos. 
 
 Método do swab anal com fita adesiva. 
Indicado para a pesquisa de ovos e até mesmo parasitos adultos de Enterobius 
vermicularis presentes nas regiões anal e perianal. A colheita do material deverá ser 
feita pela manhã, antes do paciente defecar ou banhar-se.