Apostila Curso Aspectos Básicos na Pesquisa com Roedores (UFRGS)

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL 
INSTITUTO DE CIÊNCIAS BÁSICAS DA SAÚDE 
CENTRO DE REPRODUÇÃO E EXPERIMENTAÇÃO DE ANIMAIS DE LABORATÓRIO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
APOSTILA 
 
CURSO TEÓRICO-PRÁTICO: ASPECTOS BÁSICOS NA 
PESQUISA COM ROEDORES – 8ª edição 
(Edição Especial) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Porto Alegre 
2020 
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SUMÁRIO 
INTRODUÇÃO .................................................................................................................... 3 
1. MANIPULAÇÃO E CONTENÇÃO DE PEQUENOS ROEDORES ........................................ 4 
1.1. Contenção Física ...................................................................................... 5 
1.1.1. Ratos ..............................................................................................................5 
1.1.2. Camundongos .................................................................................................6 
1.1.3. Tubo de Contenção .........................................................................................6 
1.2. Contenção Química .................................................................................. 7 
1.2.1. Anestesia geral inalatória .................................................................................7 
1.2.2. Anestesia Injetável ...............................................................................................7 
2. VIAS DE COLETA DE SANGUE .................................................................................... 9 
2.1. Veia caudal ............................................................................................ 11 
2.2. Punção intracardíaca ............................................................................. 11 
2.3. Veia cava caudal / aorta abdominal ....................................................... 12 
2.4. Veia jugular ........................................................................................... 12 
2.5. Veia da face ........................................................................................... 13 
2.6. Veia podal .............................................................................................. 13 
2.7. Veia safena ............................................................................................ 14 
3. VIAS DE ADMINISTRAÇÃO DE SUBSTÂNCIAS........................................................... 16 
3.1. Gavagem ............................................................................................... 16 
3.2. Intramuscular (IM)................................................................................ 16 
3.3. Intraperitoneal (IP) ............................................................................... 17 
3.4. Via Intravenosa (IV) .............................................................................. 18 
3.5. Subcutânea (SC) .................................................................................... 18 
4. EUTANÁSIA .............................................................................................................. 19 
5. CÁLCULO DE DOSES ................................................................................................. 22 
6. DESCARTE DE RESÍDUOS ......................................................................................... 26 
7. ORIENTAÇÕES SOBRE SUTURA ................................................................................ 24 
8. REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA .................................................................................. 27 
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Introdução 
 
 
Esta apostila foi elaborada pela equipe técnica do Centro de Reprodução e Experimentação de Animais de 
Laboratório (CREAL), órgão auxiliar do Instituto de Ciências Básicas da Saúde (ICBS) da Universidade Federal do Rio 
Grande do Sul (UFRGS) como material de apoio do CURSO TEÓRICO-PRÁTICO: ASPECTOS BÁSICOS NA PESQUISA 
COM ROEDORES, especialmente do módulo prático. No entanto, a situação epidemiológica do país ainda não permite 
atividades presenciais com segurança, o que nos impede de ofertarmos a modalidade prática. 
O público alvo deste curso são alunos, pesquisadores e professores que manipulam ratos e camundongos em 
seus projetos de pesquisa e/ou extensão, tendo essa apostila uma abordagem clara, objetiva e simplificada de 
conceitos básicos a serem explorados antes do início da pesquisa envolvendo estas espécies. 
O aprendizado, bem como o refinamento de técnicas envolvendo animais asseguram o bem-estar animal e a 
qualidade dos resultados obtidos. Além disto a questão ética que fundamenta a experimentação animal envolve o uso 
humanitário e a qualificação técnica das pessoas envolvidas no manejo com animais. 
Deste modo os temas deste material foram cuidadosamente selecionados e desenvolvidos baseados na 
realidade da pesquisa biomédica em nossa Instituição e pretendem corroborar com a capacitação das pessoas 
envolvidas na área da ciência de animais de laboratório. 
4 
 
 
1. Manipulação e Contenção de Pequenos Roedores 
 
A manipulação de ratos e camundongos deve ser realizada em ambiente calmo, evitando barulhos, agitação e 
movimentos bruscos. O olfato é o sentido mais desenvolvido nesses animais, por isso sugere-se que antes de 
manipulá-los, a pessoa permita que o animal cheire sua mão enluvada dentro da caixa, deixando eles se habituarem 
com o cheiro. Além disso, é desaconselhado o uso de perfumes ou outros cheiros fortes (cremes, amaciante de roupa, 
etc), pois esses odores podem estressar os animais. 
Ratos e camundongos podem ser retirados da gaiola de alojamento pela base da cauda, nunca pela ponta 
(Fig. 1), porém ratos devem ser preferencialmente manipulados pelo corpo. Os animais nunca devem ser sustentados 
pela cauda. Ao retirar o animal da gaiola, coloque-o rapidamente sobre uma superfície anti-derrapante – isto facilita a 
manipulação, que pode ser sobre a grade (camundongos), sobre a bancada do laboratório ou ainda no antebraço do 
operador. 
A contenção caracteriza-se pela imobilização de um animal de forma física (manual) ou química (fármacos). 
Rotineiramente para pequenos procedimentos e coletas de sangue a contenção física é amplamente utilizada. Em 
relação a contenção química ela é requerida sempre que o procedimento acarretar desconforto e/ou dor ou 
imobilização completa. 
 
Figura 1 – (A) Contenção pela cauda em um rato; (B) contenção pela cauda 
em um camundongo; (C) nunca conter pela ponta da cauda. Fonte: Grabeel 
et al., 2013. 
5 
 
 
1.1. Contenção Física 
 
A contenção física deve ser realizada em ambiente confortável e seguro, utilizando as mãos ou um dispositivo 
artificial. A contenção é realizada com o animal consciente para permitir sua manipulação ou seu posicionamento 
preciso. A contenção deve ser gentil, segura, eficiente e rápida para evitar estresse desnecessário aos animais e 
acidentes ao manipulador. A seguir estão apresentados os principais métodos de contenção. 
 
1.1.1. Ratos 
 
Com o animal sobre uma superfície fixa, segurar a base da cauda tracionando caudalmente com uma das 
mãos e com a outra realizar a contenção (Fig. 2A). Ela pode ser por meio da prega cutânea nucal (Fig. 2B), 
cruzamento dos membros anteriores do roedor (Fig. 2C) e com o posicionamento dos dedos do operador em V sobre 
o pescoço do animal (Fig. 2D). Quanto maior o tamanho da prega de pele, melhor será a contenção. Animais mais 
pesados (>300 gramas) devem ter os membros pélvicos sustentados por uma das mãos do operador. 
Lembre-se que o animal precisa movimentar a musculatura intercostal para respirar, por isto seja gentil. 
 
 
 
Figura 2 - Contenção do rato. (A) contenção inicial com a mão na região dorsal 
sobre as escápulas; (B) contenção pela prega cutânea nucal; (C) contenção com 
cruzamento dos membros anteriores; (D) contenção em V. Fonte: Grabeel et al., 
2013. 
6 
 
 
 
1.1.2. Camundongos 
 
1.1.2.1. Prega cutânea dorsal 
 
Com o animal sobreuma superfície fixa ou sobre a grade da caixa, tracionar suavemente a base da cauda e 
deslizar os dedos indicador e polegar sobre todo o dorso do animal até a nuca, pressionando suavemente para baixo. 
Nesta região formar uma prega de pele. Quanto mais próximo das orelhas e maior o tamanho da prega de pele, mais 
segura será a contenção física do animal (Fig. 3). Certifique-se que a cabeça está imobilizada para evitar mordeduras. 
 
Figura 3 - Contenção pela prega cutânea dorsal em um camundongo. Fonte: Grabeel et al., 2013. 
 
1.1.3. Tubo de Contenção 
 
O tubo de contenção (Fig. 4) é um dispositivo desenvolvido em material resistente (acrílico), indicado, 
principalmente, para a manipulação da cauda ou para a contenção física por período prolongado de roedores. Existem 
comercialmente modelos específicos para camundongos e ratos de acordo com o peso corporal de cada espécie. 
Neste tubo o animal é colocado em seu interior e posicionado por meio do anteparo móvel até sua completa 
imobilização. A cabeça do animal não pode estar fletida ventral, lateral ou dorsalmente. O focinho deve estar 
encaixado na abertura para tal fim do tubo contensor (Fig. 4). Outras possibilidades de conteção incluem materiais 
flexíveis como cones plásticos com pequeno orifício na ponta para o focinho, malha cirúrgica tubular, compressas, etc. 
que permitem a imobilização dos membros torácicos e pélvicos de forma efetiva. 
 
Figura 4 - (A) Tubo de contenção; (B) rato sendo contido em um tubo de contenção. Fonte: Grabeel et al., 
2013. 
7 
 
 
1.2. Contenção Química 
 
A contenção química de pequenos roedores é realizada por meio de anestesia ou sedação dos animais. Tanto 
a anestesia inalatória quanto a injetável são utilizadas como método de contenção química. A anestesia geral é 
indicada para procedimentos mais delicados e potencialmente dolorosos e caracteriza-se pela depressão do sistema 
nervoso central resultando em perda da percepção em resposta aos estímulos ambientais. 
Pequenos roedores requerem fornecimento de alimentação e água contínuo, portanto o jejum e a privação de 
água antes da anestesia/sedação não são recomendados nestas espécies. 
Existem diferentes protocolos para anestesia/sedação de animais de laboratório e a escolha dependerá de 
muitos fatores, tais como: espécie, idade, linhagem, tipo e nível de dor, efeitos prováveis de um agente em particular 
em órgãos específicos ou sistemas, natureza e duração da cirurgia/procedimento, etc. A seguir abordaremos os 
anestésicos que serão utilizados no módulo prático. 
 
1.2.1. Anestesia geral inalatória 
 
A anestesia inalatória quando comparada aos anestésicos injetáveis permite maior controle do plano 
anestésico, menor mortalidade no transoperatório, mínimo metabolismo hepático e renal, menor biotransformação e 
excreção, além de um despertar rápido após o procedimento. Como desvantagens podemos citar a necessidade de 
monitoramento constante durante a indução e manutenção anestésica, necessidade de equipamento específico e de 
pessoal treinado. Além disso, é importante evitar ou minimizar a exposição das pessoas aos resíduos de gases 
anestésicos no ambiente, através da utilização de sistemas de exaustão. 
 
1.2.1.1. Isoflurano 
 
Dentre os anestésicos inalatórios, o isoflurano é utilizado com maior frequência e mostra-se muito seguro, 
quando usado de maneira apropriada, em anestesias de camundongo e rato, independente do tempo anestésico. O 
isoflurano proporciona rápida indução e recuperação anestésica, sendo por isso uma boa opção para contenção de 
roedores para procedimentos rápidos. Trata-se de um anestésico halogenado, não inflamável, com odor desagradável 
e irritante, que causa depressão respiratória, mínima depressão miocárdica e taquipneia menos expressiva que outros 
halogenados. Também causa relaxamento da musculatura esquelética e redução do fluxo sanguíneo renal e hepático. 
Devido à sua rápida eliminação, ele não provê analgesia após a recuperação anestésica, por isso é importante 
finalizar todos os procedimentos dolorosos antes da diminuição da dose do isoflurano. Além disso, no caso de 
procedimento invasivo (cirurgia) com maior potencial para causar dor, recomenda-se a administração de analgésicos 
antes e após o procedimento. 
 
1.2.2. Anestesia Injetável 
 
A anestesia injetável é amplamente utilizada na rotina experimental de pequenos roedores devido à pequena 
quantidade de materiais necessários e requerer menor treinamento das pessoas envolvidas no acompanhamento 
anestésico do animal, quando comparada a anestesia inalatória. Quando nos referimos a anestésicos injetáveis é 
8 
 
 
necessário considerar antes de mais nada: a dose do fármaco para a espécie, a via de administração, o peso corporal 
do animal, a dosagem correta e o local anatômico. O peso do animal é imprescindível para a realização do cálculo do 
fármaco (ver item 5), evitando sobre ou subdosagens. Usualmente a via de administração é a intraperitoneal (ver item 
3.3) e o local anatômico correto de sua aplicação é o quadrante abdominal inferior direito do roedor. Em relação aos 
fármacos, sempre verificar a data de validade, a forma de armazenamento e sua viabilidade após reconstituição ou 
abertura do frasco. Quanto aos materiais, utilizar agulhas e seringas estérieis de tamanho apropriado para a espécie. 
Na Resolução Normativa nº 33 do CONCEA há um guia geral com fármacos e associações de fármacos 
injetáveis mais usados para contenção química e anestesia de animais roedores e lagomorfos, com suas respectivas 
doses e vias. 
 
1.2.2.1. Cetamina e Xilazina 
 
A cetamina é um anestésico dissociativo porque causa dissociação química entre o tálamo e o córtex cerebral, 
produzindo delírios e catatonia. O tempo de efeito total após uma única dose é de 15 a 20 minutos e produz anestesia 
e analgesia dose-dependente. Deprime a função neuronal no sistema neocorticotalâmico (dissociação) e deprime 
neurônios nociceptivos (analgesia), produz analgesia somática mais intensa do que visceral. Estimula o sistema 
cardiovascular, devido aos efeitos simpatomiméticos no SNC, assim aumenta a frequência cardíaca, a pressão arterial 
e o débito cardíaco. Não deprime a função respiratória. 
A xilazina é um fármaco agonista alfa-2-adrenérgico e pode ser utilizada como sedativo, relaxante muscular e 
analgésico de curta duração. Seu principal efeito é a inibição da liberação de norepinefrina e o bloqueio dos 
receptores noradrenérgicos pré-sinápticos. Produz severa alteração cardiovascular (bradicardia) e intensa 
vasoconstrição aumentando a resistência vascular periférica, causando hipertensão e após os primeiros 15 minutos 
ocorre uma vasodilatação tardia. 
Apesar do avanço do uso de agentes inalatórios, a associação da cetamina com a xilazina permanece a mais 
comum na experimentação animal na nossa instituição. Essa associação permite uma boa anestesia mantendo a 
ventilação espontânea e tem um maior efeito potenciador na redução da percepção do estímulo nocivo em ratos 
quando comparado com a anestesia cetamina/diazepam. O tempo de duração dessa associação, tanto em rato como 
em camundongo, é de 30 a 45 minutos. Se houver necessidade de suplementação antes de 40 minutos, recomenda- 
se utilizar 1/3 da dose da cetamina, pois durante esse período a xilazina ainda está agindo. Após 40 minutos, se 
houver necessidade de suplementação, sugere-se administrar 1/3 da dose da associação cetamina+xilazina. 
Deve-se estar atento aos efeitos adversos dessa associação. A temperatura corporal diminui 
significativamente, o que é muito prejudicial para a recuperação anestésica. Por isso é muito importante minimizar a 
hiportemia através do uso de dispositivos de aquecimento, como mesa cirúrgica aquecida, lâmpada, etc, e de outros 
cuidados, como evitar grandes áreas de tricotomia (retirada de pelos), observar a recuperação anestésica e só levar o 
animal para o alojamento quando estiver totalmenterecuperado. Outros efeitos adversos relatados são lesões 
oculares, que podem ser minimizadas pela lubrificação do globo ocular durante e após o procedimento, e necrose 
muscular quando aplicada por via IM. Pela nossa experiência, também observamos necrose da pele e do tecido 
subcutâneo no local da aplicação na região abdominal quando a administração intraperitoneal é feita de forma errada 
e os fármacos são injetados no tecido subcutâneo. 
9 
 
 
2. Vias de Coleta de Sangue 
 
A coleta de sangue em pequenos roedores é limitada devido ao pequeno calibre dos vasos periféricos. Além 
disso, devem ser considerados alguns fatores para a escolha da técnica da coleta a ser empregada, como por 
exemplo: espécie/linhagem do roedor, tamanho/peso do animal, qualidade da amostra necessária, quantidade de 
sangue necessário, frequência da amostragem, estado de saúde do animal, formação e experiência do coletador. 
Estima-se que a média de volume de sangue circulante é 55-70 mL/Kg do peso corpóreo em animais 
saudáveis, ou seja, 6-8% do peso corpóreo. Animais velhos e obesos podem ter uma redução de 15% no volume de 
sangue circulante. 
O volume de sangue é recuperado em 24 horas, mas as células sanguíneas retornam aos níveis normais 
somente em duas semanas. Por isso é muito importante observar o tempo de recuperação conforme o volume 
coletado. O volume máximo recomendado para coleta de sangue é de 10% do volume de sangue circulante em 
animais saudáveis e bem nutridos, observando um período mínimo de recuperação de 2-4 semanas. A remoção de 
volumes maiores de sangue é perigosa para a saúde do animal. A remoção de 15% a 20% do volume do sangue 
induz redução do débito cardíaco e da pressão sanguínea. A remoção de 30-40% pode induzir choque hipovolêmico e 
morte. Para coletas repetidas, pode ser removido o volume máximo de 1% do sangue circulante do animal, a cada 24 
horas. 
A seguir será abordado o limite de volume a ser coletado de acordo com o peso corporal e a frequência 
(Tabela 1) e os principais locais de coleta de acordo com a espécie (Tabela 2): 
 
 
Tabela 1. Volume e intervalo de coleta em função do peso 
 
 % do volume de sangue 
circulante (ml) 
e frequência de coleta 
1% 7,5% 10% 
Peso 
corporal 
(g) 
Volume de 
sangue 
circulante 
A cada 24h A cada 7 
dias 
A cada 2-4 
semanas 
20 1,10 - 1,40 0,011 - 
0,014 
0,08 - 0,11 0,11 - 0,14 
25 1,38 - 1,75 0,014 - 
0,018 
0,10 - 0,13 0,14 - 0,18 
30 1,65 - 2,10 0,017 - 
0,021 
0,12 - 0,16 0,17 - 0,21 
35 1,93 - 2,45 0,019 - 
0,025 
0,14 - 0,18 0,19 - 0,25 
40 2,20 - 2,80 0,022 - 
0,028 
0,17 - 0,21 0,22 - 0,28 
125 6,88 - 8,75 0,07 - 0,09 0,52 - 0,66 0,69 - 0,88 
150 8,25 - 10,50 0,08 - 0,11 0,62 - 0,79 0,83 - 1,05 
200 11,00 - 14,00 0,11 - 0,14 0,83 - 1,05 1,10 - 1,40 
250 13,75 - 17,50 0,14 - 0,18 1,03 - 1,31 1,38 - 1,75 
300 16,50 - 21,00 0,17 - 0,21 1,24 - 1,58 1,65 - 2,10 
350 19,25 - 24,50 0,19 - 0,25 1,44 - 1,84 1,93 - 2,45 
Fonte: Adaptado de LAPCHIK et al, 2017, pág. 558 
10 
 
 
 
Tabela 2. Local de coleta com seus respectivos materiais, volume e método de contenção. 
 
 
Local 
 
Espécie 
Material 
Volume 
 
Contenção 
Agulha Seringa 
 
 
 
Veia Caudal 
 
 
 
R e C 
R= agulha 
ou scalp* 23 
a 25G 
C= agulha ou 
scalp* 26 a 
30G ou 
lanceta 
 
R= 1mL ou 
tubo de 
coleta 
C= tubo de 
coleta ou 
capilar 
 
 
R= 0,1 a 2mL 
C= 0,05 a 0,15mL 
 
 
 
F / Q 
Veia Jugular R R= 26G 1mL R=0,1 a 2mL Química 
 
Veia da Face 
 
C 
Lanceta 
(5,5mm) 
Tubo de 
coleta/capilar 
 
0,1 a 0,2mL 
 
F/Q 
 
Veia Podal 
 
R e C 
R= 25G 
C= 27G 
 
Capilar 
R= 0,1mL 
C= 0,05mL 
 
F/Q 
 
Veia safena 
 
R e C 
 
R/C= 27G 
 
Capilar 
R= 0,2 a 0,4mL 
C= 0,2 a 0,3mL 
 
F/Q 
 
Veia Gengival 
 
R e C 
R= 27G 
C= 30G 
R= 1mL 
C= 0,5mL 
R= 0,8mL 
C= 0,1mL 
 
Química 
 
Punção cardíaca 
 
R e C 
R= 21 a 23G 
C= 23 a 26G 
R= 3 a 10mL 
C=1 a 3mL 
R= 5 a 8mL 
C= 0,7 a 1mL 
 
TERMINAL 
Veia cava 
abdominal / 
aorta abdominal 
 
R e C 
R= 21 a 23G 
C= 25 a 27G 
 
R e C= 1 a 
3mL 
R= 5 a 7mL 
C= 0,4 a 0,7mL 
 
TERMINAL 
 
F= FÍSICO; Q= QUÍMICO; TERMINAL= ANESTESIA GERAL PROFUNDA SEM RECUPERAÇÃO; R= RATO; C= 
CAMUNDONGO. *sugerimos utilizar o scalp cortado e coletar o sangue diretamente dentro de tubo eppendorf. 
11 
 
 
2.1. Veia caudal 
 
Para a coleta de sangue na veia caudal é necessário contenção química ou física do animal (Fig. 5A). 
O acesso a veia lateral da cauda é fácil e bem tolerado pelo rato, ela é facilmente visualizada e se apresenta 
superficialmente. Recomenda-se realizar vasodilatação utilizando água quente (38-40°C por 1-2 minutos), uma 
lâmpada de calor (1-2 minutos) ou bolsa térmica a 38ºC por 5 minutos. Faça o garrote na base da cauda e 
antissepsia com álcool 70° no local da venopunção. Após visualização da veia, inicie a coleta no terço final distal da 
cauda, inserindo a agulha num ângulo de 30 a 45º, com o bisel voltado para cima. Para ratos adultos recomendamos 
a utilização de agulha 25G acoplada em uma seringa de 1 ml enquanto se aplica uma pressão distalmente na cauda 
para mantê-la estável (Fig. 5B). Após a coleta aplique uma pequena pressão na área da coleta com uma gaze. 
Certifique-se que não há sangramento no local após a coleta. 
 
Figura 5 – Coleta de sangue através da 
veia caudal em um rato. (A) Preparação 
do rato em um tubo de contenção; (B) 
inserção da aguha para coleta 
sanguínea. Fonte: Grabeel et al., 2013. 
 
 
 
2.2. Punção intracardíaca 
Método de coleta terminal realizado OBRIGATORIAMENTE mediante anestesia geral. 
O coração do rato e do camundongo está localizado em hemitórax com o ápice voltado para o lado esquerdo. 
O animal deve ser posicionado em decúbito dorsal e após estar em plano cirúrgico realize antissepsia da pele com 
álcool 70º. A inserção da agulha é realizada pelo lado esquerdo do tórax entre o 3º e 5º espaço intercostal ou no 
ponto onde o choque precordial (batimento cardíaco) é forte e facilmente detectável com as pontas dos dedos (Fig. 
6A). A punção cardíaca ocasiona o óbito do animal em decorrência de choque hipovolêmico. Complicações desta 
coleta incluem tamponamento cardíaco, hemorragia pulmonar e pneumotórax, os quais culminarão com o óbito do 
animal e interferirão com o volume de sangue coletado. Utilize as pontas dos dedos como guia para estabilizar e 
indicar o local exato da inserção da agulha. Indicamos agulhas com calibres entre 21 e 23G acopladas à seringa de 3 
ou 5 ml (Fig. 6B) para ratos e de 23 e 26G e seringa de 1 a 3 mL para camundongos. 
 
Figura 6 – Coleta de sangue através 
da punção intracardíaca em um rato. 
(A) Localização do ponto do choque 
precordial mais forte; (B) inserção da 
agulha e coleta sanguínea. Fonte: 
Grabeel et al., 2013. 
12 
 
 
2.3. Veia cava caudal / aorta abdominal 
Método de coleta terminal realizado OBRIGATORIAMENTE mediante anestesia geral. 
 
Esta técnica é utilizada tanto em ratos quanto em camundongos. Após o animal estar em plano cirúrgico, o 
posicione em decúbito dorsal, realize a antissepsia do abdomen com álcool 70° e inicie a abertura da pele e 
musculatura abdominal com incisão em “V” com uma tesoura na região média abdominal. Em seguida realize a 
abertura da cavidade abdominal do animal na linha média (alba) desde a cartilagem xifoide até o púbis. Com o 
abdômen aberto desloque o intestino para a esquerda e empurre o fígado cranialmente. Localize o seguimento mais 
largo da veia cava caudal e a aorta abdominal, entre os rins e o fígado, deslocando o intestino para a esquerda (Fig. 
7A). Insira a agulha acoplada a seringa com o bisel voltado para cima e tracione o êmbolo lentamente para evitar 
que o vaso colabe (Fig. 7B). Faça pausas para permitir o reprenchimento vascular e obtenha o volume de sangue 
necessário. Para ratos adultos agulhas calibres 21 a 23G acopladas a seringas de 3 ou 5 mL, já em camundongos 
utilize agulhas 25 a 27G e seringas de 1ou 3 mL. 
 
Figura 7 – Coleta através da aorta 
abdominal em um camundongo. (A) 
Localização da aorta abdominal; (B) 
coleta sanguínea. Fonte: Grabeel et 
al., 2013. 
 
 
 
 
 
2.4. Veia jugular 
Posicione o animal anestesiado em decúbito dorsal com a cabeça deslocada lateralmente e em posição 
contrária ao local da coleta. Realize tricotomia no local da punção e umedeça a pele com álcool 70° (Fig. 8A). 
Posicione as patas dianteiras hiperestendidos em posição de crucifixo (membros anteriores abertos) e os mantenha 
nesta posição por meio de borracha para torniquete anelando os punhos do animal bilateralmente e os fixando à 
superfície adjacente ou com o auxílio de outra pessoa os mantendo nesta posição. Uma vez posicionado realize um 
leve garrote com os dedos na junção esternoclavicular para ingurgitamento da veia jugular que poderá ser visualizada 
de 2 a 4 mm ao lado da junção esternoclavicular. A veia jugular é superficial, por isso insira delicadamente a agulha 
em ângulo de 30º com o êmbolo da seringa levemente tracionado (Fig. 8B). Após a coleta, retorne o animal na 
posição de estação e faça uma pressão com gaze na região da jugular para cessar o sangramento. Utilize agulha 26G 
acoplada a seringa de 1 mL para ratos. 
 
Figura 8 – Coleta através da veia jugular 
em um rato. (A) Posicionamento do animal; 
(B) inserção da agulha e coleta sanguínea. 
Fonte: Grabeel et al., 2013. 
13 
 
 
2.5. Veia da face 
 
Utilizada frequentemente em camundongos, também pode ser empregada em ratos. Segure o animal pela 
nuca firmemente com os dedos indicador e polegar (rever métodos de conteção). A contenção é muito importante 
nesse método pois funciona como um garrote, facilitando a saída do sangue. Em camundongos albinos, o local de 
punção é próximo a um ponto cinza localizado na linha da mandíbula. Não recomendamos fazer antissepsia do local 
com álcool 70°, pois o sangue se espalha sobre o pelo molhado, não formando a gota para a coleta. Insira a 
lanceta/agulha perpendicular ao animal caudal ao ponto cinza. Em camundongos pigmentados, insira a lanceta no 
ponto de encontro formado através de uma linha traçada verticalmente do canto lateral do olho com uma linha 
traçada horizontalmente na mandíbula. Colete as gotas de sangue em um tubo de coleta ou em um capilar (Fig. 9). 
Após a coleta do volume requerido, faça uma compressão com gaze no local da coleta e libere a tensão da contenção, 
desfazendo o garrote. 
Ao utilizar a veia da face, a profundidade de inserção da agulha/lanceta é crítica. Uma profundidade de 
inserção superior a 4-5,5 mm pode resultar em trauma para os músculos, nervos e outros vasos que estão na cabeça, 
pescoço e cavidade oral. As complicações subsequentes incluem: hemorragia excessiva (podendo resultar em 
hipovolemia), afogamento causado pelo fluido na boca e danos às estruturas orais que interferem com a ingestão de 
alimentos e bebidas. Outras limitações dessa técnica são: formação de hematoma no local e trauma muscular devido 
à força demasiada no momento da punção; atingir o canal auditivo se a ponta da lanceta for direcionada 
caudalmente. Além disso, esse local não deve ser puncionado novamente em período inferior a 15 dias. Utilize a veia 
facial contra-lateral caso seja necessário nova coleta neste intervalo de tempo. 
 
 
 
 
Figura 9 - Coleta através da veia da face de um camundongo. (A) Desenho esquemático das veias da face; (B) punção 
com lanceta vertical, perpendicular ao animal; (C) Formação da gota de sangue. Fonte: BOGDANSKE et al, 2011; 
GOLDE et al, 2005. 
 
 
2.6. Veia podal 
 
É um local indicado para coleta única e de pequeno volume sanguíneo, utilizada tanto em ratos como em 
camundongos. Pode ser realizado com um assistente segurando o animal com uma mão e estendendo a pata 
14 
 
 
posterior com a outra mão. Depile a região dorsal da pata para melhor visualização, faça antissepsia com álcool 70° e 
deixe evaporar. Aplique vaselina ou lubrificante sobre o vaso e mantenha a pele esticada. Puncione com uma agulha 
hipodérmica (25G para ratos e 27G para camundongos) ou com uma lanceta em cima da veia até fluir o sangue e 
colete com um capilar (Fig. 10). Após a coleta aplique uma pressão com gaze para estancar o sangramento. Devido a 
localização bastante superficial da veia, seja delicado ao puncioná-la para evitar dano tecidual e hematoma. 
 
Figura 10 – Coleta através da veia podal em um rato. Fonte: 
Grabeel et al., 2013. 
 
 
 
 
 
 
 
2.7. Veia safena 
 
A veia safena está localicada superficialmente na lateral da coxa e permite a coleta de pequeno volume 
sanguíneo tanto em ratos, quanto em camundongos. Inicie a coleta realizando a tricotomia (depilação) da região 
lateral da coxa após imobilizá-lo mantendo a perna a ser coletada distendida. Faça antissepsia do local com álcool 
70°. Realize um torniquete acima do joelho para regurgitação da veia e aplique vaselina sobre ela. Puncione com uma 
agulha hipodérmica 27G ( Fig. 11A) ou uma lanceta em cima da veia até fluir o sangue (Fig. 11B) e colete com um 
capilar. Após a coleta faça a compressão do vaso com gaze para estancar o sangramento e evitar a formação de 
hematoma. O local não deve ser puncionado novamente num curto espaço de tempo. 
 
 
Figura 11 – Coleta através da veia safena em um rato. (A) Punção com agulha; (B) sangue fluindo 
da veia safena. Fonte: Grabeel et al., 2013. 
15 
 
 
2.7. Veia gengival 
A veia gengival ou veia mandibular labial está localizada na região papilar da gengiva, logo abaixo do par de 
dentes incisivos inferiores. Para realizar a coleta o animal sedado/anestesiado deve ser colocado em decúbito dorsal e 
o lábio inferior deve ser tracionado para trás para expor a gengiva abaixo dos incisivos inferiores (Figura 12A). A 
agulha deve ser inserida 2 mm na gengiva, mantendo um ângulo de 20 a 25º ao longo da linha entre o par de dentes. 
 
Figura 12 – Coleta de sangue através da veia gengival. (A) Exposição da veia através da tração do 
lábio inferior; (B) angulação correta para acessar a veia. Fonte: OLIVEIRA et al., 2009. 
 
 
ANOTAÇÕES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
 
3. Vias de administração de substâncias 
 
3.1. Gavagem 
 
O volume máximo a ser administrado em roedores é 1 ml para 100g de massa corporal. Grandes volumes 
devem ser administrados preferencialmente ao final do período claro, pois nesse momento o estômago, usualmente, 
apresentará a menor quantidade de alimento. Caso o volume seja grande, pode-se fazer o fracionamento do volume 
total a ser administrado dentro das 24 horas. 
A administração pode ser realizada por um único operador, para tanto, nos indivíduos destros é necessário a 
contenção do animal com a mão esquerda e passagem da sonda com a mão direita. As sondas devem ser medidas 
da comissura labial até o apêndice xifóide, a fim de fornecer uma ideia do quanto ela deverá ser introduzida (Fig. 
13A). As sondas rígidas disponíveis comercialmente para os roedores diferem em comprimento e diâmetro de acordo 
com a espécie animal e podem ser retas ou curvas. A sonda deve ser introduzida lentamente pela lateral da boca (Fig. 
13B). Tenha cuidado para evitar a introdução da sonda na traqueia, ao invés do esôfago (falsa via). Se após a 
administração da substância for observada dispneia (alteração no padrão respiratório), cianose da mucosa oral e 
língua (tom azulado) e alteração de comportamento este animal deve imediatamente receber tratamento de suporte 
ou ser eutanasiado, pois a sintomatologia apresentada sugere falsa via. Quando o volume admistrado por falsa via é 
grande o óbito do animal é quase imediato. 
 
 
Figura 13 – (A) Medição de uma sonda 
rígida para gavagem em um rato; (B) introdução 
da sonda pelo canto da boca. Fonte: Grabeel et al., 
2013. 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.2. Intramuscular (IM) 
 
Sempre que possível a via intramuscular deve ser evitada em ratos e camundongos, pois a musculatura épequena e há, portanto, predisposição para o desenvolvimento de lesão nervosa e atrofia muscular após injeções. Os 
locais comumente utilizados para aplicação intramuscular são os músculos posteriores da coxa e a musculatura 
paravertebral. Agulhas de pequeno calibre 26 a 30G são recomendadas. Importante realizar a antissepsia do local 
com álcool 70°. Caso grandes volumes sejam necessários o volume deve ser dividido em vários locais. Substâncias 
irritantes devem ser diluídas em solução fisiológica 0,9% na proporção 1:1 ou até 1:10. 
17 
 
 
Para a plicação intramuscular há duas formas de contenção, uma para um único operador e outra para uma 
dupla. No caso da aplicação e contenção serem realizadas por pessoas distintas, basta que o animal seja contido 
adequadamente e o membro pélvico que irá receber a injeção seja estendido. Já quando a contenção for feita pela 
mesma pessoa que irá aplicar a substância, segurar o animal pela base da cauda, deixando-o se ambientar em seu 
braço. Com a mão e o antebraço esquerdo firme o animal contra o seu tronco. Com o polegar e o dedo indicador 
segure a prega de pele cranial ao membro pélvico, dessa maneira o membro pélvico e o animal serão imobilizados. 
Insira a agulha na musculatura posterior da coxa (Fig. 14) e tracione o êmbolo da seringa para trás para verificar se 
não aspira sangue na seringa, e em seguida, injete a solução. Após o procedimento, massageie suavemente o local da 
aplicação. 
 
 
Figura 14 – Aplicação intramuscular em um rato. 
Fonte: Grabeel et al., 2013. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.3. Intraperitoneal (IP) 
 
A via de administração intraperitoneal é a mais utilizada, devido a fácil execução, além de algumas 
substâncias serem irritativas pelas via intramuscular e subcutânea e não intraperitonealmente. As agulhas 
recomendadas são as de calibre 23 a 26G. Durante a aplicação é importante conferir que a agulha tenha o 
comprimento necessário para atravessar toda espessura da parede abdominal e realizar a antissepsia com álcool 70° 
antes da aplicação. O quadrante inferior direito é o local recomendado para a aplicação IP (Fig. 15). Após transpor 
toda a parede abdominal com a agulha, tracione o êmbolo da seringa para trás para verificar se um vácuo é criado e, 
em seguida, injete a solução. 
 
Figura 15 – Aplicação intraperitoneal em um rato. Fonte: Grabeel et al., 2013. 
18 
 
 
3.4. Via Intravenosa (IV) 
 
A via intravenosa não é usualmente utilizada em pequenos roedores devido à dificuldade do acesso e ao 
número e tamanho limitado de veias periféricas. A veia de mais fácil acesso é a veia lateral da cauda e o acesso pode 
ser realizado da mesma forma como descrito na coleta de sangue (item 2.1). Outra opção possível é utilizar a veia 
gengival, conforme descrito no item 2.7. 
Devido à necessidade de contenção, essa via não deve ser utilizada para indução anestésica de animais, 
entretanto após a anestesia do animal, esse acesso pode ser realizado para administração de outras substâncias 
durante o procedimento. 
 
 
3.5. Subcutânea (SC) 
 
A aplicação subcutânea em camundongos e ratos é de fácil execução. Para tanto o animal deve estar contido 
corretamente. A pele da região dorsal do animal é o local de eleição para a via, devido a prega da nuca (Fig. 16A) ou 
da região lombossacra (Fig. 16B) que se formará após a contenção física. Faça a antissepsia do local escolhido com 
álcool 70° e use uma agulha entre 26G a 30G para camundongos e 23 a 26G para ratos. Após transpor toda a pele a 
agulha não terá mais resistência, este é o espaço subcutâneo, tracione o êmbolo da seringa para trás para verificar se 
um vácuo é criado e, em seguida, injete a solução. Em geral, o volume injetado por local não é superior a 1 ml para 
camundongos (adulto de 25g), e para ratos recomenda-se injetar um volume de até 5ml/kg, podendo atingir no 
máximo 10ml/kg. Use vários sítios de aplicação quando o volume a ser administrado for maior. 
 
 
Figura 16 – Aplicação subcutânea 
em um rato. (A) Prega cutânea na região 
nucal; (B) prega cutânea na região 
lombossacra. Fonte: Grabeel et al., 2013. 
 
 
 
 
ANOTAÇÕES 
 
 
 
 
 
 
19 
 
 
4. Eutanásia 
 
O ponto final experimental de um estudo ocorre quando as metas e os objetivos científicos foram alcançados. 
A eutanásia com frequência é o ponto final e sua realização deve seguir obrigatoriamente as recomendações da 
Resolução Normativa nº 37 de 15 de fevereiro de 2018 do CONCEA (11), a qual define as Diretrizes para Prática de 
Eutanásia em animais de laboratório, bem como ser executada ipsis litteris ao protoloco descrito no projeto de 
pesquisa submetido e APROVADO pela Comissão de Ética no Uso de Animais (CEUA). 
Um método adequado de eutanásia deve garantir a perda da consciência de forma rápida, irreversível e 
desprovida de experiência emocional ou física desagradável, ou seja, o animal não deve apresentar dor, estresse, 
apreensão ou ansiedade. Deste modo sob o ponto de vista do executor, todo o procedimento de eutanásia deve ser 
planejado e o executor treinado para realizar a eutanásia e assegurar a morte do animal. 
A manipulação dos animais deve ser cuidadosa e, muitas vezes, conversar com o animal durante a eutanásia 
pode ter um efeito calmante em animais acostumados com o manuseio. O uso de baixa luminosidade e um ambiente 
livre de ruídos também deve ser preconizado. A sedação e a anestesia facilitam o processo. Os animais devem ser 
mortos em um ambiente silencioso, limpo, longe de outros animais e, preferencialmente, no local onde eles vivem. 
Um animal não deve assistir a eutanásia de outro, devendo o cadáver ser retirado do ambiente e o local, bem como 
os objetos utilizados serem limpos antes da entrada do próximo animal. Se os animais forem deslocados de seu 
ambiente, deve-se garantir acesso a alimento e água até o momento da morte. 
É imperativa a confirmação da morte antes do descarte do animal, pois animais inconscientes podem parecer 
mortos, entretanto, podem se recuperar. Todos os sinais a seguir devem ser associados para confirmar a morte do 
animal: ausência de movimento respiratório (apneia); ausência de batimentos cardíacos (assistolia), 
preferencialmente, por meio do uso de estetoscópio, ou equipamento que o substitua, como, por exemplo, doppler- 
ultrassom; ausência de pulsação, ausência de choque pré-cordial palpável com os dedos na compressão torácica, 
mucosas pálidas e perda do reflexo corneal. 
Nos casos em que a eutanásia for executada em função de ponto final humanitário, ou seja, ponto no qual a 
dor ou aflição de um animal deva ser abreviada mesmo que o seu uso no experimento não tenha terminado, ela deve 
seguir obrigatoriamente os métodos recomendáveis da RN 37 (2018). O uso de pontos finais humanitários em 
pesquisa é um refinamento e assegura o bem-estar dos animais durante os protocolos experimentais. 
Caso o método de eutanásia afete os resultados da pesquisa e possa inviabilizar as avaliações, pode-se usar 
um método aceito com restrição, sob aval da CEUA, desde que todas as precauções necessárias sejam tomadas para 
minimizar qualquer impacto sobre o bem-estar do animal. 
Os métodos recomendáveis são os preferidos, por causarem pouco ou nenhum sofrimento e se enquadrarem 
dentro das características ideais previamente descritas, particularmente por causar a morte de forma consistente e 
humanitária. O método aceito com restrição é aquele que não atende a todos os critérios ideais, por uma ou mais 
razões, como por exemplo: não produzir inconsciência tão rápida quanto necessária; requerer habilidade e técnica 
específicas e, portanto, maior possibilidade de erro; ser visualmente desagradável; apresentar considerações 
ocupacionais de saúde e segurança associadas ao método; ou não haver documentação científica conclusiva sobre o 
método. Tais métodos podem ser aceitos pela CEUA, se: plenamente justificados para o objetivo científico; a pessoa 
responsávelapresentar comprovada habilidade e qualificação para o emprego do método; e for considerado o devido 
cuidado à saúde e à segurança ocupacionais. Um método é inaceitável se não se enquadrar nos critérios ideais e, por 
20 
 
 
conseguinte, causar sofrimento nos animais, não ser humanitário ou apresentar outros problemas significativos 
associados ao seu uso. 
Dentre os métodos recomendáveis para a eutanásia estão a sobredosagem de fármacos anestésicos: 
 
4.1. Anestésicos inalatórios 
 
Dentre os anestésicos inalatórios mais indicados estão o halotano, o isofluorano e o sevofluorano. O halotano 
apresenta o menor custo e odor agradável. Entretanto, possui a desvantagem de ser biotransformado em até 20% 
pelo ser humano, o que causa risco a saúde dos operadores. O isofluorano apresenta efeito mais rápido que o 
halotano. Entretanto, seu odor pungente é desagradável e os animais podem reter a respiração, o que prolonga um 
pouco o tempo até a perda da consciência. Entretanto, a biotransformação do isofluorano é quase insignificante no 
ser humano (ao redor de 0,7%) e, portanto, é mais seguro para o pessoal envolvido que o halotano. Dada a sua 
menor potência, necessita de concentração em torno de 60% maior que a do halotano para os animais atingirem a 
inconsciência. O sevofluorano possui odor aceitável, efeito mais rápido que o isofluorano e baixa biotransformação 
para o ser humano. Entretanto, seu custo é mais alto. O desfluorano apresenta efeito mais rápido que todos os 
anteriores. Entretanto, sua baixa potência, que requer altas concentrações, odor pungente e custo alto, são fatores 
limitantes para o seu uso. 
Os anestésicos inalatórios podem ser embebidos em algodão ou disponibilizados sob a forma de vapor. No 
primeiro caso, para pequenos roedores, o algodão embebido com anestésico pode ser colocado em um recipiente 
fechado (preferencialmente transparente para visualizar o óbito) juntamente com o animal. Idealmente deve haver 
uma separação física entre o animal e o algodão para evitar o contato direto do animal com o líquido no algodão, 
fazendo com que o animal seja exposto apenas ao vapor. No segundo caso, o anestésico é fornecido em uma câmara 
fechada, diluído em oxigênio, por um vaporizador utilizado em anestesia inalatória, na maior concentração possível. 
Os agentes inalatórios apresentam algumas questões ocupacionais para os seres humanos, como maior incidência de 
aborto espontâneo, teratogenicidade, mutagenicidade e problemas respiratórios. Para evitar tal risco, devem-se 
utilizar sistemas de exaustão, para minimizar o contato dos operadores com os gazes anestésicos. 
Vantagens: são indicados para animais abaixo de 7 kg ou em casos de dificuldade de venopunção; o halotano, 
isofluorano, sevofluorano e desfluorano não são inflamáveis e nem explosivos nas concentrações utilizadas. 
Desvantagens: os animais podem se debater e apresentar excitação; há risco à saúde dos operadores e 
possibilidade de vício. 
 
4.2. Agentes Injetáveis: 
 
Dentre todos os métodos, os agentes injetáveis são os mais indicados para eutanásia na maioria das espécies, 
pois, desde que o manejo prévio seja realizado de forma adequada, apresentam efeito rápido e confiável; não causam 
sofrimento físico e emocional para o animal; são de baixo risco aos operadores; apresentam uma maior probabilidade 
de irreversibilidade; confiabilidade; menor custo; e melhor aspecto estético em relação ao uso de agentes inalatórios e 
métodos físicos. As suas desvantagens são a necessidade de contenção individual dos animais e necessidade de 
experiência para administração. Quando a contenção física do animal for difícil ou causar estresse a ele ou risco ao 
operador, deve-se proceder previamente à contenção química por outra via que não a injetável. 
21 
 
 
Qualquer fármaco que produza um estado de anestesia geral pode ser utilizado, por exemplo tiopental, 
pentobarbital e propofol. Para roedores, os anestésicos gerais injetáveis, administrados por via intraperitoneal, são 
aceitos quando usados em sobredoses a partir de três vezes a dose requerida para anestesia geral. A sobredosagem 
da combinação de anestésicos dissociativos e agonistas de adrenorreceptores de alfa-2 também pode ser utilizada 
para eutanásia de roedores (por exemplo Cetamina + Xilazina). 
Os barbitúricos causam depressão do SNC, com mínimo desconforto, desde que a injeção seja rápida. Após a 
inconsciência, ocorre apneia e assistolia, como consequência da hipóxia. Estes efeitos ocorrem por depressão do 
córtex cerebral, centros respiratório e vasomotor, respectivamente. Dentre os barbitúricos, o pentobarbital possui a 
vantagem de apresentar maior duração de ação que o tiopental e, portanto, menor probabilidade de reversão do 
efeito. 
Vantagens: os barbitúricos são anestésicos tradicionais, de efeito rápido, suave e com mínimo desconforto 
para os animais. São potentes depressores do SNC, cujos efeitos são amplamente conhecidos e previsíveis. O baixo 
custo e a estabilidade da solução reforçam a recomendação dos barbitúricos serem eleitos a melhor opção para 
eutanásia de animais de vida terrestre. 
Desvantagens: pode ocorrer respiração agônica em animais já inconscientes, o que pode ser visualmente 
desagradável, e a permanência do fármaco no cadáver pode causar sedação nos animais que consomem a carcaça. 
Desta forma, o descarte do cadáver deve ser adequado. 
 
ANOTAÇÕES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22 
 
 
5. Cálculo de doses 
 
Vamos usar como exemplo o cálculo do volume de Cetamina 10% necessário para anestesiar um rato. 
1) Calcular quantas miligramas devem ser administradas no animal de acordo com a dose pretendida 
(sempre em mg/kg) e o peso do animal: 
 Dose do fármaco para o animal: 100 mg/Kg 
 Peso Animal em quilos: 300 gramas = 0,3 Kg 
 Usar regra de 3! 
 
Passo 1 Passo 2 Resultado 
100mg  1kg 
X  0,3kg 
X= 100 x 0,3 
1 
 
X=30mg 
 
2) Calcular qual o volume de Cetamina será administrado de acordo com a concentração do fármaco 
(sempre em mg/ml) e as miligramas necessárias para anestesiar o animal (resultado encontrado acima): 
 Concentração do fármaco: 100 mg/ml 
 Miligramas necessárias para anestesiar o animal: 30mg 
 Usar novamente regra de 3! 
 
Passo 1 Passo 2 Resultado 
100mg  1ml 
30mg  X 
X= 30 x 1 
100 
X=0,3ml de cetamina 
 
Atenção! Existe uma forma de juntar essas duas regras de 3 em uma só: 
 
Passo 1 Passo 2 Resultado 
Volume = dose (mg/kg) x peso (kg) 
concentração (mg/ml) 
X= 100 x 0,3 
100 
 
X=0,3ml de cetamina 
 
 
EXERCÍCIO! 
Agora você deve calcular quanto de xilazina e tramadol esse mesmo rato deverá receber. A dose da xilazina é 
10mg/kg e a concentração é 20mg/ml (Apresentação farmacêutica: 2%). Já a dose de tramadol é 10mg/kg e a 
concentração é 50mg/ml (Apresentação farmacêutica: 5%). 
23 
 
6. Orientações sobre sutura 
 
As suturas por pontos separados são, de uma maneira geral, mais seguras que as suturas por pontos contínuos, 
porque se um ponto for rompido os remanescentes manterão aproximadas as bordas da ferida. A ruptura de um único 
ponto numa sutura contínua quase sempre é sinônimo de deiscência (abertura) da ferida. Por isso no curso ensinaremos 
pontos simples isolados. Atente para os cuidados abaixo: 
1. Observar distância regular e segura de entrada e saída da agulha em relação às bordas da ferida (2-3mm); 
2. Distribuir os pontos com espaçamento uniforme com mais ou menos 5mm entre cada ponto (Fig. 17); 
3. Evitar a confecção de nós sobre a linha de cicatrização (Fig. 17 – seta verde) 
4. Nos terminais de sutura, cortar o fio a uma distância segura dos nós. 
5. Escolher corretamente os fios, calibres e o tipo (padrão) de sutura, de acordo com os tecidos ou órgãos a serem 
suturados. No curso utilizaremos fio monofilamentar não absorvível (nylon), agulhado, calibre 3.0 e 4.0. 
6. Na confecção dos nós, tracionar os terminais apenas o suficiente para a adequada aproximaçãodas bordas da 
ferida, evitando isquemia (e possível deiscência) e desconforto do animal. 
7. Pratique a empunhadura correta de porta agulha, tesoura e pinça hemostática, utilizando o polegar e o quarto 
dedo (anelar) para abrir e fechar o instrumental (Fig. 18) 
8. Para iniciar o nó coloque o porta agulha entre as pontas do fio (Fig. 19). Enrole o fio maior no porta agulha no 
sentido que indica a seta vermelha da figura 18. Com o fio enrolado no porta agulha, pegue outra ponta e traga 
em dua direção (através do laço) e por meio da reversão das suas mãos aperte suavemente a sutura. Para a 
segunda laçada, enrole novamente a extremidade maior sobre o porta agulha e pegue a outra extremidade (mais 
próxima de você), levando-a na direção oposta do seu corpo e apertando suavemente. Mantenha suas mãos 
baixas e paralelas enquanto aperta o fio de sutura, para evitar que o nó ceda e evitar o desperdício de fio. 
9. O primeiro seminó será de CONTENÇÃO; o segundo será de FIXAÇÃO; e o terceiro será de SEGURANÇA (Fig. 
20). Para fios de mononylon e polipropileno sugere-se um total de 6 seminós para prevenir que o ponto se 
desamarre. 
 
 
 
 
 
 
Figura 17: Pontos simples isolados 
 
 
Figura 18; Empunhadura correta de um porta agulha 
24 
 
 
 
Figura 19: início do nó cirúrgico 
 
Figura 20: Sequência de seminós 
 
 
 
7. Descarte de Resíduos 
 
Conforme a Resolução da Diretoria Colegiada, da Agência Nacional de Vigilância Sanitária/ANVISA - RDC Nº 222, 
de 28 de março de 2018, os resíduos do grupo A são resíduos que possuem a possível presença de agentes biológicos 
que, por suas características, podem apresentar risco de infecção. Consideram-se Resíduos de Serviços de Saúde (RSS) 
aqueles provenientes de qualquer unidade que execute atividades de natureza médico-assistencial humana ou animal, os 
provenientes de centros de pesquisa, desenvolvimento ou experimentação na área de farmacologia e saúde, os 
medicamentos e imunoterápicos vencidos ou deteriorados, os resíduos oriundos de necrotérios, funerárias e de serviços 
de medicina legal e aqueles provenientes de barreiras sanitárias. 
Os biotérios produzem resíduos do grupo A (resíduos provenientes de animais, carcaças e forrações), que podem 
ou não estar contaminados. Como gerador dos resíduos, é dever do biotério realizar seu adequado descarte. Assim, 
qualquer resíduo que possa conter contaminação deve ser embalado e autoclavado antes do descarte, e os que não 
possuem contaminação devem ser acondicionados diretamente em sacos brancos identificados com símbolo de risco 
biológico, que são lacrados e depositados em lixeira de resíduos hospitalares e recolhidos por empresa especializada no 
tratamento de resíduos desta natureza. 
É importante salientar que as carcaças de animais submetidos a eutanásia devem ser acondicionadas 
separadamente, devendo ser previamente armazenadas em freezer para depois serem encaminhadas para o descarte. 
Devem ser acondicionados em sacos plásticos brancos leitosos. 
Os materiais perfurocortantes devem ser descartados separadamente, no local de sua geração, imediatamente 
após o uso ou necessidade de descarte, em recipientes rígidos, resistentes à punctura, ruptura e vazamento, com tampa, 
devidamente identificados. As agulhas descartáveis devem ser desprezadas juntamente com as seringas, sendo proibido 
reencapá-las ou proceder a sua retirada manualmente. 
http://www.fiocruz.br/biosseguranca/Bis/manuais/legislacao/residuos/lei%20federal/RDC%20N%20306%2C%20DE%207%20DE%20DEZEMBRO%20DE%202004.pdf
http://www.fiocruz.br/biosseguranca/Bis/manuais/legislacao/residuos/lei%20federal/RDC%20N%20306%2C%20DE%207%20DE%20DEZEMBRO%20DE%202004.pdf
25 
 
 
8. Referência Bibliográfica 
 
1. BOGDANSKE, J.J.; STELLE, S.H-V; SCHIFFMAN, B.M. Laboratory Mouse Procedural Techniques. Ed. CRC 
Press/Taylor & Francis Group, USA, 2011. 
 
2. FISH, R.E.; BROWN, M.J.; DANNEMAN, P.J.; KARAS, A.Z. Anesthesia and Analgesia in Laboratory 
Animals. 2ªed. Ed. Elsevier, USA, 2008. 
 
3. LAPCHIK, V.B.V.; MATTARAIA, V.G.M.; KO, G.M. Cuidados e Manejo de Animais de Laboratório. 2ª 
edição. Rio de Janeiro: Atheneu, 2017. 
 
4. Diretriz Brasileira para o Cuidado e a Utilização de Animais para Fins Científicos e Didáticos – DBCA 
(2016). Disponível: https://www.mctic.gov.br/mctic/export/sites/institucional/institucional/concea/arquivos/legislacao/ 
resolucoes_normativas/DBCA_RN.30.pdf. Acessado em 05/07/2019 
 
5. GRABEEL, P.K.; HUNSLEY, M.; DUFFEE, N.; TIPPETT, A.B. Techniques Training: Mouse. A visual guide to 
research techniques. Ed. American Association for Laboratory Animal Science, USA, 2011. 
 
6. DIEHL, K-H ; HULL, R.; MORTON, D.; PFISTER, R.; RABEMAMPIANINA, Y.; SMITH, D.; VIDAL, J-M.; 
VORSTENBOSCH, C. A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes 
and Volumes. Journal of Applied Toxicology, 21 (15–23), 2001. 
 
7. Rodent Blood Collection. Disponível em : 
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