2011-IaraFariasMartins

Prévia do material em texto

UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA 
FACULDADE DE TECNOLOGIA 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTAL 
 
ESTUDO DO TEMPO DE EMBEBIÇÃO DE SEMENTES PARA 
O MÉTODO DE CONDUTIVIDADE ELÉTRICA PARA ANALISE 
DA VIABILIDADE E VIGOR DAS SEMENTES DE Caesalpinia 
ferrea MARTIUS, Pterogyne nitens TUL E Copaifera langsdorffii 
DESF 
Aluno: Iara da Conceição Farias Martins 
 
 
Linha de Pesquisa: Tecnologia de Sementes Florestais 
Orientadora: M.SC. Juliana Martins de Mesquita 
Co-Orientadora: DraRosana de Carvalho Cristo Martins 
 
 
 Trabalho de pesquisa apresentado ao 
 Departamento de Engenharia Florestal 
 da Universidade de Brasília como parte
 das exigências para obtenção do título 
 de Engenheiro Florestal. 
 
 
Brasília - DF, julho de 2011. 
 
 
1 
 
 
 
 UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA 
 FACULDADE DE TECNOLOGIA 
 DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA FLORESTAL 
 
 
ESTUDO DO TEMPO DE EMBEBIÇÃO DE SEMENTES PARA 
O MÉTODO DE CONDUTIVIDADE ELÉTRICA PARA ANALISE 
DA VIABILIDADE E VIGOR DAS SEMENTES DE Caesalpinia 
ferrea MARTIUS, Pterogyne nitens TUL E Copaifera langsdorffii 
DESF. 
 
 
Discente: Iara da Conceição Farias Martins 
Menção: _______ 
Banca Examinadora 
___________________________________ 
MSc. Juliana Martins de Mesquita Matos 
Orientadora 
____________________________________ 
Prof.ª Dra. Rosana de Carvalho Cristo Martins 
Co-orientadora 
___________________________________ 
Prof.º Dr. Ildeu Soares Martins 
Examinador 
Brasília, 08 de julho de 2011. 
 
 
2 
 
 
 
 
 
 
 
“E ainda que tivesse o dom de 
profecia, e conhecesse todos os 
mistérios e toda a ciência, e ainda que 
tivesse toda fé, de maneira tal que 
transportasse os montes, e não 
tivesse amor, nada seria. ” 
 
I Corintios 13, versículo 2. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Dedico esse trabalho a minha família e 
amigos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
AGRADECIMENTOS 
 
Em primeiro lugar agradeço ao ser mais importante de nossas vidas, a 
Deus, por sempre me ampara quando mais preciso. 
A minha mãe Eva que me pós no mundo, mas principalmente a minha 
mãe Dalva por te me proporcionado essa minha nova vida e de esta onde estou 
agora. 
As minhas irmãs Áurea e Keilla que sempre me ajudam quando necessito 
e por serem ótimas irmãs. 
Aos meus irmãos Carlos, Túlio e Marcos pelo simples fato de serem meus 
irmãos e me ajudarem quando preciso. 
Aos meus irmãos Kátia e Diélio, e também minha avó, porque devido a 
eles não desisti dos meus objetivos. 
Ao meu namorado Carlos Henrique por sua paciência, carinho e 
compreensão nos momentos de alegrias e angustias, além da imensa ajuda com 
minha monografia. 
Ao meu primo Luciano Costa que me ajudou achar alguns artigos 
necessários a essa monografia. 
As minhas queridas amigas Clarissa, Luana e Criscian que estiveram 
sempre do meu lado seja na alegria seja na tristeza...Amo vocês! 
A todos os meus Amigos floresteiros Bob (Pedro Augusto), Fábio, Goiano 
(Alexandre), Daniela Rubim, Ângela, Gelão (Ângelo), Kleber, Luís, Biscoito 
(Pedro Henrique), Lilian, Jojo (Wescley), Luana, Clarissa, Criscian, Tito 
(Thyago), Cadu (Carlos Eduardo que apesar de ter mudado de curso ainda 
continuou conosco), Flaviane, Bruna Lobo, Massamu (Daniel Castro) e Soneca 
(Felipe Volaco). 
A minha orientadora Juliana Martins por sua dedicação em me ajudar para 
que eu obtivesse sucesso. 
A professora Rosana Martins por permitir que eu usufruísse de sua 
sapiência. 
A Daniela Vasconcelos, Técnica do laboratório de Sementes, por sua 
paciência e ajuda nos ensaios. 
Ao professor Ildeu por se disponibilizar a ajudar com a análise estatística. 
 
5 
 
A todas as pessoas que cruzaram meu caminho e contribuíram para 
minha conquista. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
RESUMO 
A necessidade de se obter plantios de mudas mais homogêneas e de 
qualidade fez com que houvesse o desenvolvimento de testes que fossem 
menos morosos e que troussem resultados rápidos e confiáveis a respeito do 
vigor e viabilidade das sementes florestais. Dentre esses testes estão o de 
condutividade elétrica e de tetrazólio. Ambos são testes bioquímicos capazes de 
avaliar as alterações bioquímicas associados ao vigor de sementes. O objetivo 
desse trabalho foi verificar o melhor tempo de embebição para as espécies 
Caesalpinia férrea Martius , Copaifera langsdorffii Desf e Pterogyne nitens Tul a 
fim de aplicar o teste de condutividade elétricas (CE) e verificar o seu vigor e 
classificá-las como viáveis ou inviáveis; alem disso, aplicar o teste de tetrazólio 
(TZ) para compensação com os resultados obtidos no teste de condutividade 
elétrica. Para melhor verificar e obter resultados confiáveis no teste de 
condutividade elétrica, as sementes foram desinfetadas em hipoclorito de sódio a 
1%, e após isso secas ao ar e por fim foram embebidas em água destiladas 
individualmente em copos de 25 mL. Depois, foram conduzidas a Câmara de 
Germinação com temperatura constante de 250C nos tempos de 30, 60,90 e 120 
minutos. Foram cinco repetições com 20 unidades de amostragem para cada 
tratamento de cada espécie. As sementes obtidas do testes de CE foram 
levadas para teste de TZ de concentração a 1% por 24h a 250C verificou-se que 
a maioria dos resultados desse teste teve correspondência com o teste de CE. 
Para avaliar o melhor tempo de embebição para o teste de condutividade 
elétrica, aos resultados foram aplicados a analise de variância e a decomposição 
em polinômios ortogonais para os dados de CE em função do tempo, com a 
finalidade de se encontrar o melhor tempo de embebição para as espécies 
Caesalpinia férrea Tul, Pterogyne nitens Matius e Copaifera langsdorffii Desf, o 
melhor modelo foi CE = 9,0975 – 0,2197*t + 0,00342*t2 – 0,000015*t3; CE = 
0,4550 + 0,1219*t -0,00065*t2; CE = 13,3528 + 0,084477*t – 0,00043*t2, 
respectivamente, Assim, observou –se que o tempo de embebição pode variar 
de espécie para as espécies. 
 
Palavras chaves: testes bioquímicos, pau ferro, copaíba, amendoim bravo. 
 
7 
 
ABSTRACT 
 
The necessity to obtain the best homogeny and quality seedlings made the 
development of test that was less time-consuming and bring results fast and 
reliable for vigor and viability of forest seeds. Among these tests, there are 
electrical conductivity test and tetrazolium test. Both tests are biochemical tests 
that are able to evaluate the biochemical alterations associated with the vigor of 
seeds. The objective of this work was to verify the most ideal soaking time for 
three arboreal species tree Caesalpinia férrea Martius, Copaifera langsdorffii e 
Pterogyne nitens Tul in order to apply the electrical conductivity test (CE) and 
analyze its vigor and classify this seeds in viable or unviable, moreover, to apply 
the tetrazolium’s test (TZ) to check the results obtained of the compensation 
received electrical conductivity test. The seeds were sterilized with sodium 
hypochlorite 1% and after that, the seeds were air dried and finally they were 
taken to germination chamber at constant temperature of 250C in times of 30, 60, 
90 and 120 minutes. The electrical conductivitywas realized in five repetitions of 
20 sampling units for each treatment in each species. The seeds submitted to 
test of CE were taken to test of TZ concentration o 1% to 24h to 250C. The 
results of test of CE were taken to TZ test and found that most of the results of 
this test correspondence to that of CE. To evaluate the best soaking time for 
electrical conductivity, to results was apply the variance analyze end 
decomposed in orthogonal polynomials to Caesalpinia férrea Tul, Pterogyne 
nitens Matius and Copaifera langsdorffii and the best equation model that was 
CE = 9,0975 – 0,2197*t + 0,00342*t2 – 0,000015*t3; CE = 0,4550 + 0,1219*t -
0,00065*t2; CE = 13,3528 + 0,084477*t – 0,00043*t2, respectively . So, it 
observed that the soaking time may vary to specie to species. 
 
Keywords: biochemical test, wood iron, copaiba, wild peanut. 
 
 
 
8 
 
SUMÁRIO 
1.INTRODUÇÃO ....................................................................................................................... 14 
2. OBJETIVOS ............................................................................................................................. 15 
2.1 OBJETIVO GERAL .............................................................................................................. 15 
2.1. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................. 16 
3.HIPOTESE ................................................................................................................................ 16 
4. REVISÃO BIBLIOGRAFICA .............................................................................................. 17 
4.1 SEMENTE.............................................................................................................................. 17 
4.2 COMPONENTES BASICOS DA SEMENTE .................................................................... 17 
4.2.1 EMBRIÃO ........................................................................................................................... 17 
4.2.2 ENDOSPERMA ................................................................................................................. 18 
4.2.3 TEGUMENTO .................................................................................................................... 18 
4.2.4 TIPOS DE SEMENTES QUANTO A DORMÊNCIA ................................................... 21 
4.3 MÉTODOS PARA A QUEBRA DE DORMÊNCIA DA SEMENTE ................................ 22 
4.4 ARMAGENAGEM DE SEMENTES ................................................................................... 24 
4.5 A ÁGUA E O PERÍODO DE EMBEBIÇÃO DE SEMENTES ......................................... 25 
4.6 TESTES DE VERIFICAÇAO DO VIGOR E VIABILIDADE DAS SEMESTES ............ 28 
4.6.1 TESTE DE CONDUTIVIDADE ELÉTRICA ................................................................... 28 
4.6.2 TESTE DE TETRAZÓLIO ................................................................................................ 30 
4.7 SEMENTES FLORESTAIS EMPREGADAS .................................................................... 32 
4.7.1. Caesalpinia férrea Martius (Pau Ferro) ....................................................................... 32 
4.7.2. Pterogyne nitensTul (Amendoim Bravo) ..................................................................... 33 
4.7.3. Copaifera langsdorffii Desf. (Copaíba) ........................................................................ 35 
5- MATERIAIS E MÉTODOS .................................................................................................... 38 
5.1 COLETA DAS SEMENTES .......................................................................................... 38 
5.2 TESTE DE CONDUTIVIDADE ........................................................................................... 38 
5.3 TESTE DE TETRAZÓLIO ............................................................................................. 40 
 
9 
 
6. RESULTADOS E DISCUSSÃO ......................................................................................... 40 
6.1 Resultados do teste de condutividade elétrica e teste de tetrazólio para Caesalpinia 
férrea Martius ............................................................................................................................... 41 
6.2 Resultados do teste de condutividade elétrica e teste de tetrazólio para Pterogyne 
nitens Tul....................................................................................................................................... 46 
6.3 Resultados do teste de condutividade elétrica e teste de tetrazólio para Copaifera 
langsdorffii Desf. .......................................................................................................................... 50 
7. CONCLUSÕES E RECOMENDAÇÕES.............................................................................. 57 
8.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................................................... 58 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
LISTA DE QUADROS 
Quadro 1. Intervalos do teste de condutividade elétrica da semente de 
Caesalpinia férrea Martius...................................................................................41 
Quadro 2. Percentual por tratamento de sementes viáveis para o teste de 
condutividade elétrica...........................................................................................42 
Quadro 3. Resultados do teste de variância para todos os tempos de embebição 
para Caesalpinia férrea Martius. .........................................................................42 
Quadro 4. Intervalos do teste de condutividade elétrica da semente de 
Pterogyne nitens Tul. ..........................................................................................46 
Quadro 5: Percentual de sementes de Pterogyne nitens Tul.viáveis por 
tratamento (tempo de embebição). .....................................................................47 
Quadro 6. Resultados da Analise de Variância dos diversos tratamentos de 
embebição de Pterogyne nitens Tul. ...................................................................48 
Quadro 7. Intervalos do teste de condutividade elétrica da semente de Copaifera 
langsdorffii para diversos tempos de embebição. ...............................................51 
Quadro 8. Total percentual das sementes consideradas viáveis para Copaifera 
langsdorffii............................................................................................................52 
Quadro 9. Resultados da análise de variância para os diversos tempos de 
embebição para Copaifera lansdorffii. .................................................................52 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
LISTA DE FIGURAS 
Figura 1. Esquema mostrando as regiões básicas da semente (Fonte: Google 
imagem). .............................................................................................................20 
Figura 2.Estrutura de uma semente de leguminosa. (Fonte: ESAU,2002). .......21 
Figura 3. A: Caesalpinia férrea, B: Caule e C: inflorescência (Fonte: Google 
imagens) ..............................................................................................................33 
Figura 4. A: folha composta; B: fruto seco com sementes; C: sementes – 
Caesalpinia ferrea. (Fontes: GALDINO, G.,FERRAZ, I. D. K. Mesquita, M.R. 
Descrição morfológica da plântula e diásporos de Caesalpinia ferrea Mart. 
Revista Brasileira de Biociências, Porto Alegre, v. 5, supl. 2, p. 747-749, jul. 
2007) ...................................................................................................................33 
Figura 5. Arvores, e semente alada e flores de Pterogyne nitens (Fonte: Google 
imagens). .............................................................................................................35Figura 6. Arvore, flores, caule e corte da madeira, e frutos de Copaifera 
langsdorffii (Google imagens). ............................................................................37 
Figura 7. A: condutivimetro de bancada; B: sementes embebidas em água 
destilada de Copaifera langsdorffii; C: sementes embebidas em água destilada 
de Caesalpinia ferrea;D: sementes embebidas em água destilada de Pterogyne 
nitens. ..................................................................................................................39 
Figura 8. Recipientes com solução de tetrazolio. ...............................................40 
Figura 9. Gráfico representado o comportamento das variáveis CE x Tempo 
(tempo de embebição) para a analise de regressão cúbica. ..............................43 
Figura 10. Sementes inviáveis de Caesalpinia.ferrea Martius do tempo de 
embebição 30 
min........................................................................................................................43 
Figura 11. Sementes com intervalo de valores 5-5,99 μS/cm/ g, inviáveis, de CE 
conduzidos ao teste de tetrazólio.........................................................................44 
 
12 
 
Figura 12. A: sementes inviáveis do tratamento 90min, valores acima de 7 
μS/cm/g e B: sementes com tegumento muito rígido que foram conduzidas 
novamente a solução de tetrazólio.......................................................................45 
Figura 13. Sementes viáveis para o tratamento 120min.....................................45 
Figura 14. A: Casca com membrana transparente; B: casca; C: membrana 
transparente protetora do cotilédone...................................................................46 
Figura 15. Gráfico mostrando o comportamento das variáveis CE por tempo de 
embebição realizado na analise de regressão quadrática para Pterogyne. 
nitens....................................................................................................................48 
Figura 16. Sementes inviáveis de Pterogyne nitens para o tratamento de 60 
minutos, tempo de embebição.............................................................................49 
Figura 17. A: semente inviável. B: semente viável- tratamento 90min................50 
Figura 18. Sementes viáveis para o teste de tetrazólio.......................................50 
Figura 19. Sementes de Copaifera langsdorffii embebidas em água destiladas 
demonstrando a liberação de exudado (copos com coloração mais escura)......51 
Figura 20. Gráfico do comportamento das variáveis CE em função do tempo de 
embebição realizado na analise de regressão quadrática para Copaiferra 
langsdorffi.............................................................................................................53 
Figura 21. Sementes classificas como: -A: sementes viáveis; -B: sementes 
inviáveis, quando submetidas ao tetrazólio por um período de 24h para o 
tratamento 30minutos de embebição...................................................................54 
Figura 22. Sementes classificadas como viveis e inviáveis após serem aplicadas 
ao teste de tetrazólio por 24h para o tempo de embebição 60min. A: Sementes 
com alta taxa de respiração- inviável; B: sementes viáveis; C: sementes 
inviáveis................................................................................................................54 
Figura 23. Sementes inviáveis do tratamento 90min de embeição após serem 
embebidas na solução de tetrazólio.....................................................................55 
 
13 
 
Figura 24. No circulo: sementes viáveis, todas as outras são inviáveis após 
aplicação do teste de tetrazólio para o tratamento de 120min de embebição.....55 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
14 
 
1.INTRODUÇÃO 
 
Segundo Rodo et al (2000), o teste de germinação, uma atividade 
corriqueira em um laboratório para avaliar e analisar o potencial fisiológico das 
sementes, não está satisfazendo completamente os pesquisadores, produtores 
de sementes, agricultores, e tecnologistas, há vários anos, pois as informações 
fornecidas e obtidas sob condições de ambiente controlados podem 
superestima a qualidade do teste e mediante a essa conseqüência foram 
desenvolvidos teste de vigor com o intuito de identificar possíveis diferenças no 
potencial fisiológico de lotes de sementes que podem apresentar uma 
semelhante germinação. 
Diante do desejo, na prática florestal, de se obter homogeneidade em 
tamanho e tempo na formação da muda das espécies florestais que apresentam 
sementes com alto grau de dormência, característica comum entre muitas 
essências florestais, pesquisas em metodologias em análise de sementes 
florestais tem grande importância nas pesquisas em tecnologia de sementes, 
pois fornecem informações quanto a qualidade fisiológica do lote de sementes 
com o intuito de preservar e utilizar as mudas para diversos fins. 
O teste de germinação é moroso e por isso são necessários investimentos 
em testes alternativos que sejam rápidos e eficientes, principalmente quando se 
diz respeito às sementes florestais, pois a maioria das sementes de espécies 
florestais possui um longo período tempo para germinar. Mediante a dificuldade 
de germinar das espécies florestais os testes alternativos, como o teste de 
condutividade elétrica e o de tretazólio estão sendo aplicados em laboratórios de 
sementes, sob condições controladas, com a finalidade de definir o vigor e a 
viabilidade destas. As exigências para avaliar o vigor de sementes são a 
obtenção de resultados confiáveis em um breve período de tempo para que 
possa haver tomadas de decisões em relação a operações de colheita, 
processamento e comercialização (DIAS & MARCOS FILHOS, 1996). Essas 
exigências e tomadas de decisões são geralmente relacionadas às sementes 
agrícolas, mas podem ser perfeitamente adaptadas as sementes florestais. 
15 
 
No teste de condutividade os valores obtidos advêm por conta da 
desorganização da membrana celular e a diminuição da capacidade respiratória 
e biossintética. Diante desses dois processos os eletrólitos são liberados na 
água de embebição sendo a intensidade da corrente elétrica desses eletrólitos 
medidos tanto pelo método massal, quanto pelo método individual. Os resultados 
dos testes de condutividade podem ser afetados pela qualidade da água, 
quantidade de sementes testadas, temperatura, tempo de embebição e grau de 
umidade. 
Além do teste de condutividade, também há o teste de tetrázolio que 
assim como o primeiro teste este também é considerado um teste indireto 
fornecedor de resultados rápidos e é capaz de avaliar a viabilidade e o vigor das 
sementes além de identificar fatores influentes a qualidade das sementes quanto 
aos danos mecânicos e os provocados pela secagem, ataque de insetos e 
deterioração por umidade (BHÉRING et al., 1996; FRANÇA NETO, 1999). Nesse 
teste o sal de tetrazólio penetra nas sementes após estas serem escarificadas, 
se necessário, e quando entra em contado com os tecidos vivos das sementes 
os mesmo ficam coloridos, cor rosa carmim. Mas os tecidos mortos e danificados 
não ganham essa coloração e os tecidos das sementes que estão danificas 
quando estão com alta taxa de respiração ficam bastante coloridos, ficando com 
rosa- carmim forte, indicado que a semente esta morrendo. 
Mediante ao que já fora supracitado, as espécies selecionadas nesse 
trabalho estão sendo estudadas devido possuírem características semelhantes 
como serem sementes ortodoxas, ou seja, possuírem dormência difícil de ser 
quebradas, pois possuem tegumento rígido, sendo estas Caesalpinia férrea 
Martius (Pau Ferro), Copaifera langsdorffii (Copaíba) e Pterogyne nitensTul 
(Amendoim Bravo). 
2. OBJETIVOS 
2.1 OBJETIVO GERAL 
 
16 
 
O intuito desse trabalho é analisar o tempo de embebição de sementes 
florestais a fim de aplicar o testede condutividade elétrica das sementes das 
espécies Caesalpinia férrea Martius (Pau Ferro), Copaifera langsdorffii (Copaíba) 
e Pterogyne nitens Tul (Amendoim Bravo) e de verificar, ainda, o vigor e 
viabilidade da sementes destas espécies e também aplicar o teste de tetrezólio 
para comparação dos resultados obtidos com o teste de condutividade elétrica. 
 
2.1. OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
 
 Verificar a viabilidade e vigor, das sementes das espécies selecionadas, 
por meio do teste de condutividade. 
 Analisar a viabilidade das sementes que possuírem valores altos quanto à 
liberação de eletrólitos no teste de condutividade através do teste de 
tetrazólio. 
 Estabelecer através das equações os melhores tempos de embebição 
para cada espécie. 
 
3. HIPÓTESE 
 
O teste de tetrazólio e o de condutividade elétrica são testes que podem 
fornecer resultados rápidos em relação à análise de vigor e viabilidade de 
sementes para as espécies estudadas e o tempo de embebição de sementes é 
um fator relevante para o teste de condutividade. 
 
 
 
17 
 
4. REVISÃO BIBLIOGRAFICA 
4.1 SEMENTE 
 
Defini-se semente como o óvulo maduro das plantas gimnospermas ou 
angiospermas, ou seja, já é o óvulo já fecundado e este é formada por 
tegumento (casca), embrião e pelo endosperma, o qual envolve o óvulo. Vidal e 
Vidal (1999) diz que semente é o óvulo desenvolvido após a fecundação, que 
tem embrião, contendo ou não reserva nutritiva e o óvulo é protegido pelo 
tegumento. Segundo a LEI No 10.711, DE 5 DE AGOSTO DE 2003, Art. 2o, 
inciso XXXVIII, entendeu como semente o material de reprodução vegetal de 
qualquer gênero, espécie ou cultivar, proveniente de reprodução sexuada ou 
assexuada, que tenha finalidade específica de semeadura. 
Para a formação e maturação das sementes a água exerce função 
importante para o desenvolvimento destas, alem disso, no que se refere à 
conservação e germinação, modificações no conteúdo de água podem definir o 
comportamento das sementes, no final da maturação (BARBEDO & MARCOS- 
FILHO, 1998). Para as sementes de espécies cultivadas e determinadas 
espécies arbóreas florestais a dessecação- rápida redução da quantidade de 
água no interior da semente de cerca de 40% a 50% cai para 15% a 20%- é um 
acontecimento natural, mas pode ser desfavorável para outras espécies 
(VILLELA & MARCOS FILHO, 1998, BARBEDO & MARCOS FILHO, 1998). 
 
4.2 COMPONENTES BASICOS DA SEMENTE 
 
4.2.1 EMBRIÃO 
 
O embrião, Figura 1, desenvolve-se no interior do ovulo e geralmente por 
meio da oosfera fertilizada ou zigoto. Mesmo parecendo que o crescimento 
http://legislacao.planalto.gov.br/legisla/legislacao.nsf/Viw_Identificacao/lei%2010.711-2003?OpenDocument
18 
 
inicial do embrião pareça seguir um plano simples, na maioria das 
dicotiledôneas, a primeira divisão do zigoto diplóide (este proveniente da fusão 
do microgameta com a oosfera) apresenta seqüência de desenvolvimento, duas 
células, das quais a que esta próxima a micrópila- célula proximal- é a parte 
inferior do embrião e a outra- célula distal- parte superior, ou seja, o embrião 
apresenta polaridade, um pólo radicular e um caulinar (ESAU, 2002). 
A quantidade de água na semente após a fertilização do óvulo é cerca de 
80% e esse teor diminui gradativamente quando o embrião vai se desenvolvendo 
até atingir a maturidade fisiológica (CASTRO et al. 2004). 
 
4.2.2 ENDOSPERMA 
 
O endosperma (Figura1) originado do resultado da fusão de dois núcleos 
polares do saco embrionário com um núcleo gamético do tubo polínico, em 
angiosperma (ESAU, 2002) possui dois padrões de desenvolvimento o nuclear 
no qual ocorre multiplicação de núcleo sem que seja uma imediata citoquinese e 
a celular na qual há divisões que estão relacionadas à citoquinese (cf. SWAMY & 
GANAPATHY,1957). 
A longevidade do endosperma depende do material que este armazena 
em seu tecido e o material mais comum é o amido. Acredita-se que existe uma 
relação nutricional entre o endosperma e o embrião e foi observado que os 
tecidos acumulam amido após a polinização, mas depois sofre destruição no 
decorre do desenvolvimento do embrião. O endosperma, nas fases iniciais, 
parecer ser quem alimenta, ou seja, transmite material nutritivo dos óvulos ao 
embrião. Depois disso este é parcialmente ou totalmente destruído, o restante do 
material nas sementes com albúmem, não destruído, é utilizado na geminação 
(ESAU, 2002). 
4.2.3 TEGUMENTO 
 
19 
 
Tegumento (vide Figura 1) é o revestimento protetor da semente e se 
origina dos integumentos dos óvulos. Algumas sementes o tegumento pode ser 
constituído por duas partes a testa, parte externa e espessa, e o tégmen ou 
tegma, parte interna e delgada e a resistência, em geral, esta relacionada com a 
consistência do pericarpo. 
Características específicas do óvulo como espessura dos tegumentos e 
arranjo do tecido vascular, provocam mudanças na estrutura da testa. 
Modificações sofridas pelos tegumentos durante o desenvolvimento e maturação 
da semente também são fatores que corroboram para variações na estrutura 
(ESAU, 2002) 
Alguns tegumentos apresentam impermeabilidade muito alta e devido à 
influência na germinação, não só em sementes de leguminosas como em outras 
sementes de angiospermas, as camadas cuticulares nas sementes apresentam 
interesses para os estudos visto que essas camadas são originadas nas 
cutículas do óvulo, o qual quando jovem é revestido por uma cutícula e que 
após o desenvolvimento do tegumento ou tegumentos, duas ou três camadas 
são distintas, o tegumento e o nucelo. No desenvolvimento do tegumento ocorre 
a destruição de tecidos tegumentares que leva a justaposição das inúmeras 
cutículas de uma forma que o embrião e o endosperma podem vir a ser 
envolvidos por uma bainha cuticular proeminente interrompida apenas ao nível 
do hilo, quando não em fusão. Assim sendo, pode-se afirmar que a epiderme 
externa é repetidamente provida de cutícula (ESAU, 2002). 
Um outro fator importante a ser observado nas sementes de 
Leguminosae, Figura 2, devido a estudos freqüentes realizados, é que dos dois 
tegumentos observados nos estudos, o interno desaparece durante a 
ontogênese, mas o externo (a epiderme) permanece unisseriada e origina a 
camada paliçádica, características das sementes das leguminosas. Essa 
camada é formada por esclereídeos – macroesclereídeos, ou células de Malpighi 
com paredes desigualmente espessas e duas camadas em paliçadas e esta 
também pode ocorrer na região do hilo e na camada mais externa deriva do 
funículo. Por sua estrutura, em certas sementes duras, ser considerada a causa 
do alto grau de impermeabilidade e afetar a capacidade de germinação da 
20 
 
semente despertou maior atenção, pois a chamada linha lúcida das células em 
paliçadas é considerada como uma região particularmente impermeável e que 
experimentos já realizados relacionados à entrada de corante na semente não 
lesada mostra que a linha lúcida demonstra ser uma barreira a passagem do 
corante (ESAU, 2002). 
 
Figura 1. Esquema mostrando as regiões básicas da semente (Fonte: 
Google imagem). 
 
 
 
 
21 
 
 
Figura 2. Estrutura de uma semente de leguminosa. (Fonte: ESAU,2002). 
4.2.4 TIPOS DE SEMENTES QUANTO A DORMÊNCIA 
 
As sementes são classificadas como ortodoxas e recalcitrantes. Segundo 
Kermode (1997), as sementes ortodoxas, a mediada em que vão amadurecendo, 
começam a perde água pelos seus tecidos, devido a esse processo alterações 
metabólicas e estruturais levam à tolerância à dessecação às sementes e essa 
tolerância pode favorecer a funcionalidade e integridade dos tecidos, 
principalmente quando as sementes são reidratadas, antes do crescimento e 
desenvolvimento do embrião, no período de germinação. Foi observado que 
sementes ortodoxas, possuindo o mesmo teor de água, quando em mesmas 
condições climáticas podem apresentar potenciais hídricos diferentese assim 
existindo diferenças na sua velocidade de deterioração. Mediante a isso deve- se 
criar habilidades que possa reparar possíveis danos causados pela absorção de 
água pelos tecidos das sementes, já que se é criado mecanismos para superar 
as alterações provocadas pela perda de água no interior das células da semente. 
Sementes ortodoxas por serem tolerantes a dessecação podem ser 
conservadas sob baixa temperatura por um período prolongado (ROBERTS, 
22 
 
1973). Já as recalcitrantes são as sementes sensíveis a dessecação até os 
graus de umidade entre 15% a 20%. Por estas apresentarem variações na 
tolerância das sementes de diferentes espécies (FARRANT et al. 1988) foi 
proposto a classificação desta como altamente, moderadamente e minimamente 
recalcitrantes, no entanto foi observado que a dessecação não é absoluta, 
apresentando gradientes mesmo entre a espécie de mesmo gênero. Mediante 
ao que foi supracitado, alguns autores incluíram a classe intermediaria entre as 
ortodoxas e as recalcitrantes (ELLIS et al. 1990, HONG & ELLIS, 1996). É 
durante o seu desenvolvimento que as sementes ortodoxas adquirem 
progressivamente a resistência dessecação, antes severa redução no seu 
conteúdo de água, porem não podendo afirmar se a tolerância é fruto da redução 
de água ou a resposta por falta desta (BEWLEY & BLACK, 1985, LEPRINCE et 
al. 1993). Alem disso, estas sementes mostram rápida transição da fase de 
intolerância para a de tolerância a dessecação e as recalcitrantes necessitam 
que a água permaneça na semente em um conteúdo elevado durante seu 
desenvolvimento e armazenamento (CHIN, 1988). . 
Sementes recalcitrantes sensíveis à dessecação não passam pela 
secagem ao final da fase de maturação e, aparentemente, não são 
completamente tolerante à dessecação, provavelmente tais sementes iniciam a 
germinação logo após a maturação e durantes esse processo, poderiam ser 
vistas como plântulas em desenvolvimento, apresentando os eventos 
metabólicos associados à germinação (FERRANT et al. 1988, PAMMENTER & 
BERJAK, 1999), o que não corre com as ortodoxas. 
 
4.3 MÉTODOS PARA A QUEBRA DE DORMÊNCIA DA SEMENTE 
 
O atraso da germinação é provocado pela dormência da semente, mesmo 
estando em condições favoráveis de umidade, temperatura, luz e oxigênio. Há 
dois terços das sementes arbóreas com algum tipo de dormência, sendo que 
esse fenômeno é comum em espécies de clima tropical, temperado e 
subtropical. Essa dormência tem origem na adaptação da espécie a condições 
23 
 
ambientais, podendo haver pouco ou muita umidade, incidência de luz, baixa 
temperatura, que ela se reproduz. Com isso, a dormência é uma estratégia para 
que a sementes possa se desenvolver quando houver melhor momento propício 
ao seu desenvolvimento. Há duas classificações para a dormência, uma é a 
primária na qual as sementes se manifestam desenvolvidas, ou seja, já 
apresentam dormência e a segunda classificação conhecida como dormência 
secundária e quando a semente não te dormência, germinam normalmente 
quando expostas a condições favoráveis, quando estão em condições 
desfavoráveis são induzidas ao estado de dormência (IPEF, 1997). Como 
principais causas da dormência listam-se o tegumento impermeável; embrião 
fisiologicamente imaturo ou rudimentar; substancias inibidoras nas sementes; 
embrião dormente e combinação de causas que consiste em dizer que na 
mesma espécie de semente pode haver mais de uma causa de dormência. 
A família Leguminosae por possuir dureza e impermeabilidade do 
tegumento da semente teve como os melhores métodos de quebra da dormência 
a imersão em água quente (BIANCHETTI, 1981; RECH et.al. 1980; BIANCHETTI 
& RAMOS 1982); (SILVA & SILVA 1983), escarificação mecânica (BIANCHETTI 
& RAMOS, 1981; ARAÚJO & ANDRADE, 1983) e escarificação ácida 
(BIANCHETTI & RAMOS, 1981; NICOLOSO et. al 1997; BIANCHETTI & 
RAMOS 1982 a; SILVA & SILVA 1983). No geral os métodos de quebra de 
dormência de semente são: 
a) Escarificação química: método químico, feito geralmente com ácidos 
(sulfúrico, clorídrico etc.), que possibilita as sementes executar trocas com o 
meio, água e/ou gases. Quando se usa acido sulfúrico para escarificar a 
semente, este a destrói pois é um método destrutivo, com isso não há como por 
a semente para germinar depois. A pesar de ser um método bastante conhecido, 
a recomendação deste para viveiristas não é muito recomendada devido ao alto 
risco no manuseio, ter alto custo e baixa capacidade de reutilização do acido 
(CARPANEZZI & MARQUES, 1981). 
b) Escarificação mecânica: método muito utilizado, em que se raspa a 
semente sobre uma superfície áspera (lixa, piso áspero, cimento ou tijolo etc). É 
usado para facilitar a absorção de água pela semente (IPEF, 2011) 
24 
 
c) Estratificação: é um tratamento úmido à baixa temperatura, auxiliando 
as sementes na maturação do embrião, trocas gasosas e embebição por água 
(IPEF, 2011). 
d) Choque de temperatura: é feito com alternância de temperaturas 
variando em aproximadamente 20ºC, em períodos de 8 a 12 horas (IPEF, 2011) . 
e) Água quente: é utilizado em sementes que apresentam 
impermeabilidade do tegumento e consiste em imersão das sementes em água 
na temperatura de 76 a 100ºC, com um tempo de tratamento específico para 
cada espécie. . É um método prático, de baixo custo e de fácil manuseio, e é 
recomendado aos viveiristas (BIANCHETTI, 1981a). 
f) Água fria: em certos casos é mais adequado deixar a semente em água 
fria por algumas horas. 
Assim como são os vários fatores que determinam a dormência nas 
diversas de espécies de sementes, também são vários métodos usados em 
laboratórios para fazer que as sementes germinem mais rápido. 
 
4.4 ARMAZENAMENTO DE SEMENTES 
 
É na maturação em que as sementes atingem o seu máximo vigor, 
matéria seca e geminação, após isso a semente começa a se deteriorar 
acarretando a perda de qualidade das sementes e a armazenagem apareceu 
como uma solução para diminuir a velocidade de deterioração das sementes 
afim de manter o embrião inativo. Para o sucesso da armazenagem devem-se 
seguir as condições de umidade relativa do ar e temperatura do ambiente, 
fatores importantes a serem observados. Vieira et al. (2001) dizem que as 
sementes armazenadas de qualquer forma sofrem deterioração de acordo com 
as variações das características ambientais e das características da própria 
semente e ao diminuir a luminosidade, temperatura e a umidade de ambos, 
semente e ambiente, o metabolismo é reduzido e o ataque de microorganismo 
25 
 
diminui, consequentemente a longevidade da semente aumenta. Ao armazenar 
as sementes, estas tem suas qualidades de físicas, fisiológicas e sanitárias 
preservadas e assim se tem uma semeadura e obtenção de plântulas sadias 
após a germinação (UFSM, 2004). 
Existem sementes que podem ser armazenadas por um longo período de 
tempo sem ter havido tratamento, como as sementes de leguminosas pioneiras, 
porem há as sementes que necessitam de condições especiais de 
armazenamento e ambientais. E também se faz necessário embalagens 
apropriadas para um apropriado armazenamento. Mediante a tudo isso, os 
meios mais conhecidos para armazenar sementes são câmara fria, a câmara 
seca e a câmara fria seca, que se adaptam à maioria das situações (VIEIRA et 
al., 2001). Para armazenar sementes devem-se considerar as variações entres 
as sementes e entre e dentre os lotes de semente (GROOT et al., 2003). 
 
4.5 A ÁGUA E O PERÍODO DE EMBEBIÇÃO DE SEMENTES 
 
Há cinco tipos de água classificadas, que são absorvidas pela semente, 
são classificados também e os intervalos de potenciais hídricos e de teores de 
água os quais são definidos de acordo com a mobilidade da molécula e as 
propriedades termodinâmicas da água (VERTUCCI & FARRANT, 1995). Assim a 
água do tipo um é encontrada geralmente me sementes muito secas 
(apresentam valores inferiores a 7,5%de teor de água e potencial hídrico inferior 
a – 150 MPa) sendo a atividade metabólica restrita e sua remoção pode causar 
deterioração dos tecidos. A tipo dois (sementes de teor de água entre 7,5% e 
20% e potencial hídrico de -11 a - 150 Mpa) tem função de solvente, mas 
apresenta-se ainda como água não congelável dentro do tecido. No entanto a 
partir da do tipo três (20% a 33% de teor de água e potencial hídrico entre - 4 a -
11 MPa) a atividade fisiológica da semente com a presença desse tipo de água é 
prejudicial. A água do tipo quatro (33% a 44% de teor de água e potencial hídrico 
entre -1,5 e -4 MPa) mostra-se como uma solução concentrada o que se pode 
iniciar as etapas da germinação. Já a água do tipo cinco (>45% de teor de água 
26 
 
e potencial hídrico > -1,5MPa) a solução apresenta-se diluída e a germinação só 
ocorre quando esta água esta presente (MARCOS FILHO, 2005). Devido a 
capilaridade e difusão a água consegue se movimentar e penetrar na semente, 
esse movimento ocorre no sentido de maior para menor potencial hídrico. 
Na germinação um dos principais fatores influentes é a água visto que a 
atividade desta na semente é capaz de desencadear uma serie de reações 
fisiológicas e pode também interferir na solubilidade e concentração da 
composição de solutos nas células (LEOPOLD & VERTUCCI, 1989). 
A germinação de uma semente se inicia assim que esta absorve água e 
termina com o inicio do alongamento do eixo embrionário, identificado pela 
protrusão da radícula do embrião (BEWLEY e BLACK, 1982). A água é um dos 
fatores que mais influencia o processo de germinação, pois nesse período a 
água é absorvida por embebição pela semente e isso provoca a hidratação dos 
tecidos das mesmas além de ocorrer à intensificação da respiração e de todas 
as outras atividades metabólicas que resultam com o fornecimento de energia e 
nutrientes para a retomada de crescimento por parte do eixo embrionário. Ao 
penetrar no tegumento da semente a água provoca a turgescência das células 
que ajudam nas trocas gasosas acarretando aumento da atividade metabólica 
(FERREIRA & BORGHETTI, 2004) e concomitantemente provoca o aumento 
volume da semente que leva a ruptura do tegumento e facilita a emergência das 
estruturas internas desta visto que a semente sozinha não conseguiria realizar 
tal ação (CARVALHO & NAKAGAWA, 2000). Mas se houver excesso de 
umidade na semente a germinação é comprometida, provocando o decréscimo 
na germinação já que há impedimento de entrada de oxigênio na semente e 
redução do processo metabólico resultante. 
A pesar de já haver estudos relacionados ao limite de desidratação para 
sementes de recalcitrantes, há poucas pesquisas sobres à magnitude do 
potencial hídrico das sementes, ou seja, a real atividade energética da água em 
cada um dos níveis de hidratação das sementes de cada espécie. Após 
pesquisas sabe-se que a variação entre as espécies, temperatura, 
permeabilidade do tegumento, pressão hidrostática, disponibilidade de água, 
área de contato semente/água, forças intermoleculares, composição química, 
27 
 
condições fisiológicas e quantidade de poros sobre a superfície do tegumento 
são fatores que modificam a velocidade de absorção da água pela semente 
(MAYER & POLJAKOFF- MAYBER, 1979; POPINIGIS, 1985). Cabe salientar 
que a imbebição segue um padrão trifásico (BEWLEY & BLACK, 1985) em que 
na fase I há somente um fenômeno físico que ocorre e se completa em 1 ou 2 
horas nas sementes cotiledonares e não dependem de sua condição fisiológica, 
mas é nessa fase que ocorre a liberação de açúcares, aminoácidos e eletrólitos 
em que a quantidade destes dependem da desorganização da membrana 
celular, enquanto a fase II ocorre a lenta absorção de água sendo esta 8 a 10 
vezes mais longa que a fase I e é nessa fase em que acontece os eventos 
metabólicos que prepara a emissão da raiz primária, alem de dar inicio a fase III 
na qual ocorre o início da germinação (CARVALHO & NAKAGAWA, 1988). 
Alguns autores ressaltam que a taxa de liberação de eletrólitos é bastante 
elevada no início do processo de embebição, no entanto essa taxa cai a medida 
em que há reorganização das membranas celulares (SIMON & RAJA-HARUM, 
1972; BECWAR et al., 1982; BEWLEY & BlACK, 1985).O modelo proposto por 
Bewley & Black (1985) considera que a integridade das membranas influi 
diretamente sobre a eficiência metabólica da fase II,então esse modelo 
representa um suporte para a busca de informações sobre a qualidade 
fisiológica das sementes durante as fases iniciais de embebição. 
As sementes ortodoxas tendem a perder água gradualmente por seus 
tecidos na época de sua maturação o que pode ocasionar alterações 
metabólicas e estruturais que condicionam tolerância a dessecação as 
sementes, sendo assim é favorecida a funcionalidade e integridade dos tecidos 
no momento da reidratação previamente à retomada do crescimento e 
desenvolvimento do embrião, durante a germinação. Assim, desenvolver 
mecanismos de proteção contra os malefícios da perda de água no interior da 
semente é importante, mas é ainda mais relevante reparar possíveis danos 
causados pela absorção de água nos tecidos (KERMODE, 1997). Com isso, a 
etapa de embebição se torna crítica para o processo de estabelecimento de 
plântula no campo visto que há a possibilidade de possíveis danos celulares 
causados pela absorção desordenada de água pela semente e devido a falta de 
mecanismos adequados para reparar e proteger o seu sistema de membranas 
28 
 
celulares ocorre dando por embebição (BEWLEY,1997; DE- CASTRO & 
HILHORT, 2004; MARCOS FILHO, 2005). 
Os danos provocados pelas embebição podem ser amenizados quando a 
hidratação da semente ocorre por vapor d’água quando há alta umidade relativa 
ou quando a taxa do influxo de água é reduzida por meio do revestimento das 
sementes (DE- CASTRO & HILHORT, 2004), mas as fases germinação podem 
ser comprometidas haja vista ser possível que sementes com potencial 
fisiológico inferior apresentem deficiência no processo de reparo e/ ou proteção 
do seu sistema de membrana na fase inicial de embebição. Mediante a algumas 
sementes apresentarem quantidade mínima de água em seu interior ao 
recomendado para haver um teste de condutividade elétrica, a ISTA propõe dois 
métodos para pré –hidratação: o de pré-hidratação em substrato umedecido e 
pré-hidratação em atmosfera saturada. Porém há estudos que mostram haver 
não só diferença entre a velocidade de absorção de água pela semente, mas 
também diferenças entre lotes de sementes, dependendo qual será o 
procedimento a ser tomado para a pré- hidratação das sementes (CASTRO et 
al., 2005; COSTA et al., 2005; RODRIGUES et al., 2006). 
A duração do período de embebição é necessária, pois esse período 
auxilia na capacidade do teste de condutividade de distinguir diferenças de 
qualidade entre lotes de sementes (DIAS et al., 2006). Tendo isso como base, a 
embebição é essencialmente um processo físico a qual esta relacionada com a 
permeabilidade de água no tegumento e as propriedades dos colóides que 
formam as sementes, sendo a hidratação uma das suas principais 
conseqüências. 
 
4.6 TESTES DE VERIFICAÇAO DO VIGOR E VIABILIDADE DAS SEMESTES 
 
4.6.1 TESTE DE CONDUTIVIDADE ELÉTRICA 
 
29 
 
Para ser realizado um plantio são selecionadas as sementes de alta 
qualidade e para avaliá-las o teste de germinação é o mais empregado para 
analisar a sua capacidade em produzir plântulas saudáveis entre lotes de 
sementes durante o armazenamento ou em condições favoráveis de campo 
(CARVALHO & NAKAGAWA, 2000), mas esse teste nem sempre mostra as 
diferenças de qualidades e de desempenho entre os lotes ocorridas em campo e 
no armazenamento, em conseqüência disso surge o teste de condutividade 
elétrica, teste rápido, afim de servir como um complemento ao teste de 
germinação. Delouche & Baskin (1973) propõem que os testes rápidospara 
avaliar o vigor das sementes em relação à degradação das membranas celulares 
e a redução das atividades respiratórias e biossintéticas, estão relacionados aos 
eventos iniciais de deterioração das mesmas. 
Segundo a International Seed Testing Association (HAMPTON & 
TEKRONY, 1995), o teste de condutividade elétrica é um dos mais importantes 
para se avaliar o vigor de sementes, principalmente por fornecer resultados 
rápidos (em um intervalo de 24h), ser objetivo, possuir facilidade de execução 
em laboratórios de analise de sementes, além disso, é um teste que não resulta 
em maiores despesas em equipamento e em treinamento de pessoas (VIEIRA & 
KRZYZANOWSKI, 1999) e também é um teste considerado eficiente 
(MATTHEWS & POWELLl citados por MARCOS FILHO et al., 1990). 
Esse teste pode ser executado pelo método massal, o qual analisa uma 
amostra por vez e fornece uma media de condutividade da solução da 
embebição da semente, ou pelo método individual, em que é medida a 
condutividade da solução de embebição de uma só semente (COSTA, 2004). O 
método individual é realizado por aparelhos como ASA-610, ASA-220 e ASAC-
1000 que analisam individualmente a qualidades fisiológicas das sementes 
quando monitora a liberação de eletrólitos de cada semente por meio da 
quantificação da intensidade de corrente elétrica (uA) que passam por dois 
eletrodos imerso na solução da água de embebição (MCDONALD Jr. & 
WILSON, 1979, 1980; MULLET & WILKINSON, 1979; STEERE et al., 1981; 
RACHIDIAN & LE DEUNFF, 1986; WANN, 1986; WILSON & TRAWATHA, 1991 
e WILSON et al., 1992). Ambos os métodos são de padronização simples haja 
vista que estes são conduzidos em condições controladas de laboratórios. 
30 
 
O teste condutividade elétrica tem como princípio básico mostrar a 
quantidade de eletrólitos liberado pelas sementes durante a sua embebição em 
água e Krzyzanowsk el al. (1999) diz que esses eletrólitos liberados são 
diretamente proporcionais ao grau de desorganização da membrana plasmática 
e da permeabilidade tegumentar. Dentre os fatores que podem afetar os 
resultados do teste estão qualidade da água, temperatura, duração do período 
de embebição,grau de umidade e número de sementes testadas (DIAS & 
MARCOS FILHO, 1995; VANZOLINI, 1998; VIEIRA & KRZYZANOWSKI, 1999, 
YAKLICH & ABDUL-BAKI, 1975; TAO, 1978; MARBACH & MAYER, 1985; 
LOEFFER et al., 1988 & HAMPTON et al., 1992).), além de genótipo (VIEIRA et 
al., 1996, BEDFORD, 1974). 
 
4.6.2 TESTE DE TETRAZÓLIO 
 
O teste de tetrazólio também é um teste rápido o qual pode definir a 
viabilidade de sementes, é confiáveis e baratos, principalmente quando se faz 
referencia as sementes que possuem longos períodos de germinação como as 
florestais, frutíferas e forrageiras. Assim como o teste de condutividade, este é 
conduzido em laboratório. A pesar de ser muito aplicado para definir o vigor das 
sementes o tetrazólio é destrutivo, ou seja, impede que a semente, utilizada no 
teste, germine porque esta é destruída. Mesmo o tretrazólio possuindo essa 
característica destrutiva este poderá se tornar um dos métodos mais viáveis para 
se estabelecer a viabilidade de sementes fornecendo informações necessárias 
aos agricultores ou viveiristas (MENDONÇA et al., 2001). O desenvolvimento de 
uma metodologia que melhor atende cada espécie requer definição das 
condições mais apropriada para o preparo, pré-condicionamento e coloração das 
sementes, e nessa etapa a temperatura e o período de pré- condicionamentos 
são variáveis fundamentais. A eficiência do teste esta ligado tanto a escolha da 
metodologia, quanto a temperatura e o pré-condicionamento. 
A facilidade para a diferenciação de tecidos viáveis e inviáveis e a 
capacidade de diferenciar lotes de qualidade fisiológica distintas são meios para 
31 
 
a escolha da metodologia adequada para o emprego do teste de tetrazolio 
(KRZYZANOWSKI et al., 1999). O tetrazólio, uma solução, sensível a luz, incolor 
do 2, 3, 5 -trifenil cloreto ou brometo tetrazólio, é usado como um indicador que 
mostra os processos de redução ocorridos dentro das células vivas e quando o 
indicador é absorvido pela semente há a alteração da coloração dos tecidos 
vivos. Esse indicador interatua com os processos de redução das células vivas e 
recebe íons hidrogênio das desidrogenases e o formazan, uma substância 
vermelha de caráter estável e não difusível é produzida nas células vivas por 
meio da hidrogenação do 2, 3, 5 trifenil cloreto tetrazólio. Por meio do resultado 
dessa reação é notada a coloração vermelha nas áreas vivas nas células o que 
não ocorre em tecidos mortos, mas em sementes com deterioração ou danos 
apresentam-se uma coloração intensa. O teste de tetrazólio embora considerado 
eficiente quanto ao vigor das sementes não fornece maiores informações sobre 
a percentagem de sementes dormentes e contaminadas por patógenos. (DIAS & 
ALVES, 2001). 
Como características vantajosas do teste de tetrazólio é que este não é 
afetado por condições adversas como ocorre no teste de germinação que é 
afetado por fungos principalmente, temperatura e tipo de substratos, concentra 
nas condições físicas e fisiológicas do embrião de cada semente e 
conseqüentemente fornece a rápida avaliação do material estudado, pode 
fornecer a possível perda da viabilidade da semente e o investimento em 
equipamento é considerado barato e simples. Como desvantagem o tetrazólio é 
um teste destrutível porque durante o experimento a semente é destruída e a 
solução de sal de tetrazólio é fotossensível. Infelizmente o teste de 
condutividade e o teste de tetrazólio são mais difundidos para sementes de 
cultivares agrícola e quase nunca em sementes florestais como segundo relata 
Piña-Rodrigues e Santos (1988), o tetrazólio não é muito aplicado em espécies 
perenes, como sementes florestais e frutíferas, porém se fossem poderia ser 
aplicado rotineiramente ainda porque essas espécies são difíceis de germinar. 
Mas felizmente metodologias para o teste de tetrazólio vem sendo desenvolvidas 
com algumas espécies florestais como canela preta (SILVA et al., 1997); 
jenipapo (NASCIMENTO & CARVALHO, 1998); farinha seca (ZUCARELI et al., 
1999); araucária (SOROL & PÉREZ, 2001); canafístula (OLIVEIRA et al., 2001a); 
32 
 
copaíba (FOGAÇA et al., 2001); guapuruvu (PAULA et al., 2001); ipê-amarelo 
(OLIVVEIRA et al., 2001b); louro pardo (MENDONÇA et al., 2001) e pata-de-
vaca (KROHN et al., 2001). 
 4.7 SEMENTES FLORESTAIS EMPREGADAS 
 
4.7.1. Caesalpinia férrea Martius (Pau Ferro) 
 
Com o nome científico de Caesalpinia ferrea Martius esta ocorre 
abundantemente nos Estados de Minas, São Paulo e no Nordeste, 
principalmente no Ceará e Alagoas. Também há suas sinonímias Caesalpinia 
ferrea var. cearensis Huber, Caesalpinia leiostachya Ducke.Pertence a família 
Leguminosae- Caesalpinioideae. Essa espécie possui vários nomes populares 
como Pau-ferro, Jacá, Ibirá-Obi, Imirá-Itá, Jucá, Pau-ferro-do-ceará, Jucaína, 
Icainha, Muiarobi, Muiré-itá. É uma arvore de grande porte que pode atingir ate 
30m de altura, tem folhas compostas, pinadas, 5 folíolos de até 20 cm e seu 
fuste é liso e com manchas brancas sobre um fundo escuro. Suas flores são 
amarelas, pequenas, em cacho e a floração ocorre na estação seca ate o inicio 
da chuvosa, em meados de novembro até fevereiro, enquanto a frutificação 
acontece no final da estação seca e se prolonga ate a chuvosa (Figura 2). É uma 
arvore que da bastantes frutos, sendo estes amadurecem durante o mês de julho 
até o final de setembro (GALDINO et. al., 2007). 
O fruto, que é uma vagem, é achatado de casca dura, marrom escuro, 
com 8 por 2 cm e para extrair as sementes é necessário quebrar o fruto com 
martelo (ARVORES DO BRASIL, 2011). As sementes germinam em uma 
amplitude térmica entre 15 a 400C e sua armazenagem pode ser feita pelo 
menos por oito meses, vide Figura 3. É de grande importância econômicana 
área farmacêutica e também na construção civil (GALDINO et. al., 2007). Na 
medicina popular sua casca é muito utilizada, pois tem propriedades 
antiinflamatórias, analgésica, anticancerígenas e anti-úlceras (BACCHI; SERTIÉ, 
1991; CARVALHO el al., 1996). 
33 
 
 
Figura 3. A: Caesalpinia ferrea, B: Caule e C: inflorescência (Fonte: Google 
imagens) 
 
Figura 4. A: folha composta; B: fruto seco com sementes; C: sementes – 
Caesalpinia ferrea. (Fontes: GALDINO, G. ,FERRAZ, I. D. K. Mesquita, M.R. 
Descrição morfológica da plântula e diásporos de Caesalpinia ferrea Mart. 
Revista Brasileira de Biociências, Porto Alegre, v. 5, supl. 2, p. 747-749, jul. 2007) 
4.7.2. Pterogyne nitensTul (Amendoim Bravo) 
 
34 
 
Pertencente a família Leguminosae-Caesalpinoideae a Pterogyne 
nitensTul conhecida como amendoim bravo e por outros nomes populares como 
amendoim, amendoim do campo, amendoinzeiro, aroeira brava, bálsamo, 
baáourinha, bico de anu, carne de vaca, falsa tipa, gonçalo alves, guiraro, ibiraró, 
iviraró, jacutinga, madeira nova, óleo branco, óleo pardo, passarinho, pau 
amendoim, pau fava, sucupira, vilão, viraró (IPF,2011). Com ocorrência em 
floresta estacional semidecídual, floresta ombrófila densa, caatinga, cerrado e 
com distribuição geográfica nos estados AL, BA, CE, MS, MT, PB, PE, PR, RJ, 
RN, RS, SE e SP (IPEF, 2011) e segundo o Manual de identificação de mudas 
de espécies florestais a zona de ocorrência natural é no nordeste do país até o 
oeste de Santa Catarina e é de crescimento arbóreo, sendo uma planta 
semidecídua, heliófita e adaptada a solos de baixa fertilidade. 
A dispersão das sementes é feita pelo vento, anemocoria e a polinização 
das flores são feitas na maioria das vezes por himenópteros, melitofilia. O 
período de floração ocorre nos meses de novembro, dezembro, janeiro, fevereiro 
e março. As flores são de cor amarela medindo 0,4cm, estrutura em cacho do 
tipo inflorescência, vide Figura 5. Estas são geralmente bissexuais, mas 
comumente masculinas em um total de 10 a 40 de flores perfumadas em 
racemos e localizadas na axila foliar, com 3 a 7 cm de comprimento (IPEF, 
2011). 
A frutificação acontece nos meses de maio a agosto, o fruto é seco, de cor 
avermelhada, do tipo Samara sendo esta falciforme, estipada, contendo uma só 
semente. Núcleo seminífero oblongo oblíquo, coriáceo, com reticulado denso, 
característico, nitidamente separado da ala por uma nervura oblíqua bem 
pronunciada e a ala apical caracteriza- se como transverso venosa, falcado 
oblongo, suplicada, papiráceo coriácea, com nervura dorsal muito pouco 
pronunciada (IPEF, 2011). 
 As folhas são compostas, imparipinada e sua disposição são alternas e 
espiraladas, sendo os folíolos alternos e estipulas rudimentares. O ápice da folha 
termina com o prolongamento da raque (IPEF, 2011). 
 A madeira é utilizada para moveis finos, folhas faqueadas, lambris na 
construção civil como vigas, caibros, ripas, tacos e tabuas para assoalhos dentre 
35 
 
outros usos. Por fim é uma arvore considerada pioneira e pela sua rusticidade e 
rigidez de crescimento é considerada ótima para plantios em áreas degradas de 
preservação permanente (LORENZI, 1992). Quanto a resistência a madeira 
apresenta dureza janka de 609kg e a percentagem de contrações radial de 
3,5% e tangencial de 6,5% (Fonte: DIMAD/IPT/USP disponível no site Wonder 
Woods). 
A cor marrom claro ou parda dos frutos (Figura 5) é a indicação ideal para 
colhê-los e se este estiver marro o poder germinativo da semente já se perdeu e 
as sementes podem permanecer muito tempo na arvore, mas é necessário 
coletá-la em uma época determinada afim de evitar danos provocados por 
insetos. Depois de 50 dias do florescimento as sementes atingem seu máximo 
tamanho, matem a viabilidade d parcial por 1 ano e seu armazenamento em sala 
deve ser adotado o inseticida devido ao ataque de caruncho (IPF, 2011). 
 
 
Figura 5. Árvores, e semente alada e flores de Pterogyne nitens (Fonte: 
Google imagens). 
4.7.3. Copaifera langsdorffii Desf. (Copaíba) 
 
É considerada uma espécies secundária tardia a clímax, heliófita tolerante 
a sombra e podendo ser localizada vários estágios de sucessão como em áreas 
totalmente degradadas até aquelas com dossel em fechamento (SALGADO et al, 
2001). Segundo Carvalho (2003) a copaíba atende por muitos nomes comuns 
36 
 
como bálsamo, caobi, capaíba, capaúba, coopaíba, copaí, copaíba preta, 
copaíba da várzea, copaíba vermelha, copaibeira, copaibeira de minas, copaúba, 
copaúva, capiúva, oleiro, óleo, óleo amarelo, óleo capaíba, óleo copaíba, óleo 
pardo, óleo vermelho, óleo de copaúba, pau óleo, pau de óleo, pau de copaíba, 
pau óleo do sertão, podoi, copaibo, cupay, kupay, copaíba da várzea, cupaúva, 
cupiúva, óleo de copaíba, pau d´óia, pau óleo de copaíba. Essa arvore possui 
nome científico de Copaifera langsdorffii e pertence à família Caesalpiniaceae 
(Caesalpinioideae, Leguminosae) e segundo Azevedo (2006) esta é considerada 
uma espécie típica de Cerrado a qual pode se encontrada desde formação 
florestal como os de cerradões ate savânico como o campo sujo e cerrado sensu 
stricto no Centro-Oeste brasileiro. 
É uma planta hermafrodita, decídua a semidecídua, heliófita, seletiva 
xerófita, com 5 a 15 m de altura e 20 a 60 cm de DAP (LORENZI, 2000), alem de 
pertencer ao grupo das plantas oportunistas (IPEF, 2011). Sua copa é densa, 
globosa (geralmente curto) de coloração avermelhada quando jovem e cor 
marrom quando adulta, sendo a casta interna, de cor rosada, exaladora de 
resina de saber amargo (Figura 6). A copaíba distribui-se geograficamente desde 
o PA, TO, MA, CE, GO, DF, MS, MG, SP até o PR (ALMEIDA et al., 1998; 
LORENZI, 2000) e também dispersa-se em floresta estacional semidecídua, 
floresta ombrófila densa e em floresta de araucária (IPEF, 2008). 
A floração vai de novembro a fevereiro, com pico em janeiro, mas em 
alguns casos estende-se até junho, já a frutificação acontece de maio a outubro, 
com pico em julho, extraordinariamente essa frutificação ocorre nos primeiros 
meses do ano e é essa época que ocorre a maior perda de folhas. A polinização 
é feita por abelhas, enquanto a dispersão dos frutos ocorre de duas maneiras 
hidrocórica e zoocórica, algumas aves e alguns primatas os quais apreciam o 
arilo carnoso. 
A semente é de cor preta recoberta por arilo alaranjado, carnoso e com 
mucilagem (Figura 6) Esta é extraída do fruto manualmente, desta o arilo é 
removido, e após tal procedimento é posta para secar. Sua conservação é a 
longo prazo já que é uma semente ortodoxa e a secagem e armazenamento é 
em câmara seca, temperatura igual a 100C e umidade relativa de 30%, podendo 
37 
 
manter alta viabilidade e vigor após 4 anos. A dormência das sementes dessa 
espécie é realizada com tratamento pré – germinativo como imersão em água 
fria a temperatura ambiental em um período de 18 a 71h, em acido sulfúrico 
concentrado por 5 a 15 min, escarificação em areia úmida por 15 dias e em éter 
por 20 min (IPF, 2011). Uma substancia importante a ser levada em 
consideração, em relação a dormência, é a cumarina a qual é inibidora natural 
da germinação, enquanto a semente amadurece a cumaria é metabolizada e 
com isso seu teor diminui na semente e a quebra da dormência favorecida assim 
como a germinação(MAYER, 1989). 
Quanto ao uso, a madeira da copaíba, classificada como moderadamente 
densa (0,7g/cm3), apresentando empenamento na secagem, alburno 
diferenciado e superfície lustrosa e lisa ao todo, possui várias utilidades 
construção civil, peças torneadas, coronhas de armas, cabos de ferramentas, 
cabos de vassoura, implementos agrícolas, carroçarias, miolo de portas, alem 
disso da casa, ao perfurar o tronco ate atingir o cerne, e da semente é retirado o 
óleo que é usadocomo remédio para asma, anti- inflamatório, anticoncepcional, 
doenças pulmonares,sinusite, picadas de insetos, bicheiras em animais dentre 
outras funções (LEITE et al., 2001). 
 
Figura 6. Árvore, flores, caule e corte da madeira, e frutos de Copaifera 
langsdorffii (Google imagens). 
38 
 
5- MATERIAIS E MÉTODOS 
5.1 COLETA DAS SEMENTES 
 
As sementes de Caesalpinia férrea Martius (Pau Ferro) foram coletadas 
no período de julho/agosto em 2009 na Asa norte nas quadras 115/116, 306 e 
315. 
As sementes de Pterogyne nitens Tul (Amendoim Bravo) foram coletadas 
próxima a faculdade de direito no campus Darcy Ribeiro da Universidade de 
Brasília no período de maio/julho de 2010. 
As sementes de Copaifera langsdorffii (Copaíba) teve sua coleta em 
setembro de 2008 na Fazenda da Cachoeira da Ilha- MG 
As sementes utilizadas foram doações ao laboratórios. 
5.2 TESTE DE CONDUTIVIDADE 
 
Os experimentos serão realizados no Laboratório de sementes do 
Departamento de Engenharia Florestal da Universidade de Brasília –UnB. 
Para a realização do teste de condutividade nas espécies Caesalpinia 
férrea Martius Pterogyne nitens Tul e Copaifera langsdorffii, os materiais para 
condução dos experimentos foram: hipoclorito de sódio para desinfecção das 
sementes, na concentração de 1%- 10ml de hipoclorito de sódio/100ml de água; 
bandejas de isopor para secagem das sementes; balança para massá- las ; água 
destilada para embeber as sementes; copos plásticos de 25ml para por água 
destilada e embeber as sementes, condutivímetro de bancada Q405M da marca 
Quimis e máquina fotográfica para registrar alguns procedimentos. 
Foram selecionadas 1200 sementes de três espécies florestais das quais 
400 são sementes de copaíba, 400 sementes de pau ferro e 400 de amendoim 
bravo. Sendo que de cada espécies foram escolhidas, aleatoriamente, 20 
sementes para serem massadas e estas foram desinfetadas com hipoclorito de 
sódio com concentração de 1% por 5 minutos. Estas secaram ao ar livre nas 
bandejas. Depois desses procedimentos as sementes foram embebidas em 
39 
 
água destiladas, individualmente, em copos de plásticos, nos quatro tempos de 
tratamento adotados de 30min, 60min, 90min e 120min- para analisar o melhor 
tempo de embebiçao para cada espécie- e já embebidas foram encaminhada 
para a Câmara de Germinação com temperatura constante de 250C (Estufa 
incubadora para B.O.D) nos tempos citados. Foram cinco grupos com 20 
unidades de amostragem para cada tratamento. 
Atingidos os tempos de embebição, quando ainda embebidas as 
sementes a condutividade elétrica (dada em micro siemens / centímetro / grama 
de semente (μS/cm/ g)) de cada semente de cada espécie foram medidas pelo 
método individual com o condutivímetro de bancada (Figura 7). 
As sementes embebidas, classificadas como inviáveis, em que os 
resultados da condutividade elétrica considerados altos em relação a liberação 
de exudados na solução, foram separadas para ser aplicado o teste de 
tetrazólio, afim de confirma se são realmente inviáveis. 
 
Figura 7. A: condutivimetro de bancada; B: sementes embebidas em água 
destilada de Copaifera langsdorffii; C: sementes embebidas em água 
40 
 
destilada de Caesalpinia ferrea;D: sementes embebidas em água destilada 
de Pterogyne nitens. 
5.3 TESTE DE TETRAZÓLIO 
 
 Aplicou-se o teste de tetrazólio, solução com concentração de 0,5%, as 
sementes classificadas como inviáveis no teste de CE de cada tratamento das 
espécies selecionadas. As sementes de copaíba, amendoim bravo e pau ferro 
foram escarificadas- lixadas na lateral para não atingir e danificar o embrião. 
Imersa no tetrazólio, 25ml de solução de tetrazólio para cada recipiente, foram 
novamente para a câmara de germinação por um período de 24h. Para esse 
teste utiliza-se um recipiente de filme fotográfico de cor preta que impede a luz 
de entrar em contado com a solução de tetrazólio, pois esta o degrada (Figura 
8). Realizado o teste, após as 24h, as sementes foram abertas para serem 
analisadas o seu eixo embrionário de cada uma, a fim de serem classificadas 
como viáveis e inviáveis contrastando o teste de condutividade elétrica. 
 
 Figura 8. Recipientes com solução de tetrazolio. 
Para a análise do teste de condutividade elétrica de cada tratamento de 
cada espécie foi adotado o delineamento inteiramente ao acaso, havendo cinco 
repetições com 20 unidades de amostragem para cada espécie por tratamento, 
quatro no total (30’, 60’, 90’ e 120’). Foi realizada análise de variância sendo ao 
nível de significância 5%, para Pterogyne nitens, Copaifera langsdorffii e 
41 
 
Caesalpinia ferrea com decomposição em polinômios ortogonais para os dados 
de condutividade elétrica em função do tempo. 
6. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
6.1 O teste de condutividade elétrica e teste de tetrazólio para Caesalpinia 
férrea Martius 
 
A média da massa das sementes foi 0,165g para Caesalpinia ferrea. 
Durante os procedimentos em laboratório com teste de C.E notou-se que 
algumas sementes de Caesalpinia ferrea apresentaram valores altos de 
conditividade, o que indica liberação de exudado na água durante o período de 
embebiçao (Quadro 1). Alguns sementes com valores de 5-5,99 μS/cm/g, do 
tratamento 60min foram encaminhadas para teste de tetrazólio, de concentração 
0,5%, afim de verificar se os valores abaixo de 6 podem ser realmente 
consideradas viáveis. 
Quadro 1. Intervalos do teste de condutividade elétrica da semente de 
Caesalpinia ferrea Martius. 
Intervalo de 
C.E. 
Percentual de sementes viáveis por tratamento 
30 minutos de 
embebição 
60 minutos de 
embebição 
90 minutos de 
embebiçao 
120 minutos de 
embebição 
2-2,99 μS/cm/ 
g … … … … 
3-3,99 μS/cm/ 
g 2% 2% 1% … 
4-4,99 μS/cm/ 
g 33% 63% 14% 41% 
5-5,99 
*μS/cm/ g 56% 32% 54% 54% 
Valores 
≥6*μS/cm/ g 9% 3% 31% 5% 
*Intervalo de valores para algumas sementes serem consideradas inviáveis. De 
5-5,99 μS/cm/ g somente para o tratamento 60 minutos. 
42 
 
Os resultados do Quadro 2 apontam que as sementes de Caesalpinia 
ferrea tem uma considerável percentagem de sementes viáveis para os diversos 
tempos de embebição, o que indica que estas podem ser utilizadas para plantios 
de mudas já que as sementes encontram se viáveis mostrando um bom estado 
fisiológico. 
Quadro 2. Percentual por tratamento de sementes viáveis para o teste de 
condutividade elétrica para Caesalpinia ferrea Martius. 
Tratamento (Tempo de embebição) Percentual de sementes viáveis 
30 minutos 91% 
60 minutos 78% 
90 minutos 94% 
120 minutos 95% 
 
Os valores encontrados no teste de CE (Quadro 3) foram submetidos ao a 
Análise de Variância, esta foi realizada por meio do programa Genes. 
Quadro 3. Resultados do teste de variância para todos os tempos de 
embebição para Caesalpinia ferrea Martius. 
 
 
 
O coeficiente de variação esta em um nível desejável, 20,91%, esse 
resultado pode ser explicado pela grande diferença de aumento dos tratamentos. 
A soma dos quadrados dos tratamentos (tempo de embebição) foram 
submetidos à decomposição de Polinômios Ortogonais a fim de se encontra o 
melhor tempo de embebiçao que pudesse explicar o comportamento da 
condutividade elétrica em função do tempo de embebição para a espécie 
Caesalpinia ferrea Martius. O melhor tempo de embebiçao para Caesalpinia 
ferrea foi obtido através modelo cúbico, o qual forneceu um R2= 0,99, com 
significância de 1%, indicando alta correlação entre as variáveis e por esse 
Fonte de 
Variação 
G.L. QM F Média C.V. 
Tratamento 3 3318,912 27,178 5,285550 20,907 
Resíduo 396 1221,193 … … … 
43 
 
obteve-se a seguinte equação: CE = 9,0975 – 0,2197*t + 0,00342*t2 – 
0,000015*t3, essa equação proporcionou que o melhor tempo de embebição 
para Caesalpinia ferrea Matius é o de 90 minutos, pois este apresentou um 
ponto máximo da função; logo esse tempo pode ser utilizadopara aplicar o teste 
de condutividade elétrica na verificação do vigor e da viabilidade da espécies 
referida. Abaixo a Figura 9 mostra o comportamento das variáveis CE x Tempo 
(tempo de embebição). 
 
 Figura 9. Comportamento das variáveis CE x Tempo (tempo de 
embebição) para a analise de regressão cúbica. 
Os resultados para o teste de tetrazólio para o tratamento de 30 minutos, 
das 9% inviáveis vindos do teste de TZ, 8% eram inviáveis para o teste de CE. A 
baixo a Figura 10 mostra algumas dessas sementes. 
 
Figura 10. Sementes inviáveis de Caesalpinia ferrea Martius do tempo de 
embebição 30 minutos. 
44 
 
A semente que ainda tem parte do tegumento (Figura 10, primeira 
semente) a qual mostra o quão não é fácil fazer uma incisão da semente de Pau 
Ferro- Caesalpinia ferrea. 
Para o tratamento 60 minutos, das sementes encontradas no intervalo de 
valores de 5-5,99 μS/cm/ g, representadas por 32%, vide Quadro 1, foram 
utilizados apenas 19 % para o teste de TZ, sendo uma delas, após teste, 
encontrava-se sem embrião; verificou-se que todas eram inviáveis. As dos 
intervalo 6-6,9 μS/cm/g, 3%, também eram inviáveis no teste de CE e notou-se 
que me TZ também, assim estas totalizaram em 22% de sementes inviáveis. A 
Figura 11 ilustra os 19 % de sementes inviáveis. 
 
Figura 11. Sementes com intervalo de valores 5-5,99 μS/cm/ g, inviáveis, de 
CE conduzidos ao teste de tetrazólio. 
No tratamento 90 minutos dos 31% apenas os valores acima de 7 
μS/cm/g, 6%, foram utilizados, pois correspondiam valores muito altos, e estes 
apresentaram 5% de inviáveis e 1% viável. Pelo tegumento da semente de 
Caesalpinia ferrea ser muito rígido não se consegui fazer o corte transversal da 
semente com um estilete para observação se estas eram viáveis ou não; então, 
estas foram novamente submetidas à solução de TZ por mais 24h para que a 
solução pudesse penetrar a membrana do tegumento e atingisse o embrião 
(Figura 12). 
45 
 
 
Figura 12. A: sementes inviáveis do tratamento 90minutos, valores acima 
de 7 μS/cm/g e B: sementes com tegumento muito rígido que foram 
conduzidas novamente a solução de tetrazolio. 
No tratamento 120 minutos com foram encontradas 5% de sementes 
inviáveis no teste de CE e isso também foi atestado pelo teste de tetrazólio 
(Figura 13). 
 
 
 
 
 
 
Figura 13. Sementes viáveis para o tratamento 120 minutos. 
Uma consideração a ser feita a respeito da semente de Caesalpinia ferrea 
é que além de seu tegumento rígido essa apresenta ainda uma membrana 
transparente o que dificultar de penetração da solução de tetrazólio (Figura 14) 
46 
 
 
Figura 14. A: Casca com membrana trasparente; B: casca; C: membrana 
transparente protetora do cotilédone. 
6.2 O teste de condutividade elétrica e teste de tetrazólio para Pterogyne 
nitens Tul. 
 
A média das massas das sementes foi 0,1g. As sementes de Pterogyne 
nitens Tul ao serem submetidas ao teste de condutividade elétrica mostram que 
poucas sementes não liberaram muitos eletrólitos na água de imbebição. Isso 
indica que a maioria das sementes de Pterogyne nitens Tul são de boa 
qualidade, visto que o teste de condutividade elétrica tem o objetivo de avaliar a 
integridade do sistema de membranas das células do tegumento das sementes, 
pois quanto maior a organização das membrana, menor será a liberação de 
eletrólitos e logo menores são os valores de condutividade elétrica, nisso há a 
menor a qualidade fisiológica das sementes. A abaixo estão os intervalos de 
valores para CE (Quadro 4) 
Quadro 4. Intervalos do teste de condutividade elétrica da semente de 
Pterogyne nitens Tul. 
Intervalo de 
C.E. 
Percentual de sementes viáveis por tratamento 
30 minutos de 
embebição 
60 minutos de 
embebição 
90 minutos de 
embebiçao 
120 minutos de 
embebição 
2-2,99 
μS/cm/ g 94% 2% … ... 
3-3,99 
μS/cm/ g 6% 16% … 1% 
47 
 
4-4,99 
μS/cm/ g … 49% 52% 55% 
5-5,99 
μS/cm/ g … 26% 46% 40% 
Valores 
≥6*μS/cm/ g … 7% 2% 4% 
*Intervalo em que algumas sementes foram consideras inviáveis. 
A porcentagem de sementes viáveis para os diversos tempos de 
embebição foram altos indicando que as sementes podem ter uma alta 
viabilidade, pois os valores encontrados demonstram que o lote avaliado 
apresenta uma boa qualidade fisiológica ( Quadro 5). 
 
Quadro 5: Percentual de sementes de Pterogyne nitens Tul.viáveis por 
tratamento (tempo de embebição). 
Tempo de embebição Percentual de sementes 
viáveis 
30 minutos 100% 
60 minutos 93% 
90 minutos 98% 
120 minutos 96% 
 
Aos resultados do teste de condutividade elétrica foram aplicados a 
analise de variância através do programa Gene. O Quadro 6 contem os 
resultados do teste de variância. 
 
 
 
48 
 
Quadro 6. Resultados da Analise de Variância dos diversos tratamentos de 
embebição de Pterogyne nitens Tul. 
 
 
 
 
O valor médio de condutividade foi 4,32 μS/cm/ g e o coeficiente de 
variação é de 19,5% ao nível de significância a 1%, que mostra que houve um 
razoável controle experimental. Pelo modelo quadrático obteve-se um R²=0,96 e 
também gerou-se a seguinte equação: CE= 0,4550 + 0,1219*t -0,00065*t2. Esta 
equação determina que 90 minutos é o tempo de embebição mais adequado 
para que as sementes de Pterogyne nitens Tul sejam avaliadas pelo teste de 
condutividade elétrica, o que indica que existe correlação positiva entre as 
variáveis. A soma dos quadrados dos tratamentos (tempo de embebição) foram 
submetidos à de composição de polinômios ortogonais a fim de se encontrar o 
melhor tempo de embebição que pudesse explicar o comportamento da 
condutividade elétrica em função do tempo para a espécie.. A Figura 15 abaixo 
mostra o comportamento das variáveis CE em função do tempo de embebiçao. 
 
Figura 15. Comportamento das variáveis CE por tempo de embebição 
realizado na analise de regressão quadrática para Pterogyne nitens. 
Fonte de 
Variação 
G.L. QM F Média C.V. 
Tratamento 3 1352686 189,826 4,326175 19,513 
Resíduo 396 0,7125912 … … … 
49 
 
No tempo de embebição de 30 minutos para o teste de condutividade 
elétrica verificou –se que não houve nenhuma semente considerada inviável. 
 Para valores maiores que eram maiores ou iguais a 6-6,99 µ/cm/g 
somente foram consideradas inviáveis as sementes que possuíram valores muito 
altos para o tempo de embebição 60 minutos. Dos 7%, 2% das sementes foram 
separadas para aplicar a solução de tetrazólio e estas resultaram em inviáveis 
assim como foi constatado no teste de CE (Figura 16). 
 
Figura 16. Sementes inviáveis de Pterogyne nitens para o tratamento de 60 
minutos, tempo de embebição. 
No teste de condutividade elétrica para o tratamento de 90 minutos de 
embebição verificou-se 2% de sementes inviáveis e ao se aplicar o teste de 
tetrazólio estas resultaram em ivniáveis. Cabe salientar que a as duas sementes, 
ao serem retiradas da solução de tetrazolio, apresentaram tegumento muito 
rígido e, portanto não foi possível no momento cortar a semente para verificar se 
o embrião foi ou não colorido pelo tetrazolio. Devido a isso foi necessário que as 
mesmas fossem novamente conduzida ao teste de tetrazólio por mais 24 para 
que este penetrasse o embrião (Figura 17). 
50 
 
 
Figura 17. A: semente inviável. B: semente inviável, esta com muita 
coloração,- tratamento 90 minutos para Pterogyne nitens. 
 Assim como o tratamento de 90 minutos de embebição, o de 120 minutos 
também teve as sementes conduzidas novamente ao teste de tetrazólio, já que 
não foi possível fazer corte nas sementes. Após retirar novamente as sementes 
da solução de tetrazólio foi possível fazer o corte da semente e verificou-se que 
4% as mesmas resultaram como inviáveis. 
 
Figura 18. Sementes inviáveis para o teste de tetrazólio. 
 
6.3 Resultados do teste de condutividade elétrica e teste de tetrazólio para 
Copaifera langsdorffii Desf. 
 
51 
 
A média